INTRODUCCIÓN

El ozono atmosférico nos protege de la radiación UV que es el carcinógeno físico más importante para el hombre, animales terrestres y marinos ^1,2,3. Debido a las actividades humanas tanto habituales como industriales se generan compuestos clorofluorometanos que se agregan al ambiente en cantidades cada vez mayores; estos compuestos pueden permanecer en la atmósfera durante 40 a 150 años, lo cual permite su rápida acumulación. Cuando estos compuestos alcanzan la capa de ozono e interactúan con la radiación solar, se produce un proceso de foto disociación, lo que lleva a la generación de átomos de cloro libres, los cuales interactúan con las moléculas de ozono conduciendo a su progresiva destrucción, permitiendo que de manera gradual aumente la radiación ultravioleta que incide sobre la tierra y produzca daño sobre los organismos que la habitan ⁴.

La radiación ultravioleta proveniente del sol abarca desde los 100 a los 400 nanómetros (nm), por su longitud de onda se clasifica en: luz ultravioleta A (UVA), luz ultravioleta B (UVB), y luz ultravioleta C (UVC), donde la radiación UVA con longitud de onda entre 320 a 400 nm, atraviesa la capa de ozono en un 95% ⁵ y es absorbida entre un 70-80% por las células de la dermis y melanocitos de la epidermis basal ^6,7. La radiación UVB con longitud de onda de entre 280 a 320 nm ⁵, es absorbida por la capa de ozono en un 95%, solo el 5% llega a la tierra, es responsable de la mayor parte de los daños en piel, ya que es absorbida hasta en un 70% por el estrato córneo de la epidermis ^6,7. La radiación UVC con longitud de onda entre los 100 a 280 nm, es muy energética, y es detenida en su totalidad por la capa de ozono ⁸.

La radiación ultravioleta genera daño en las células de la piel y su estructura. La radiación UVA produce por excitación molecular efectos fotodinámicos mediados por fotosensibilizadores endógenos, como citocromos, flavina, grupo hemo, NADPH y porfirinas, que pueden actuar sobre el ADN oxidando las pirimidinas y purinas o rompiendo sus cadenas sencillas y en proteínas, oxidando el Triptófano y la Tirosina o excitando los aminoácidos de manera directa, lo que fomenta rupturas o una desestabilización de la estructura proteica. Por otro lado, la radiación UVB posee efectos directos excitando las bases pirimidicas y ionizando la guanina. La radiación UVC tiene efectos más dañinos, pero está actualmente no atraviesa la atmosfera ⁹.

Afectación de la radiación solar en animales. Algunos animales expuestos por largos periodos a la radiación solar, que viven a grandes altitudes, en lugares tropicales, que carecen de pigmento en la epidermis y tienen poco pelo son más propensos a enfermedades de la piel, ya que la radiación UV daña su ADN, aumentando la aparición de mutaciones, la detención del ciclo y muerte celular. Uno de los padecimientos que se relaciona con estos factores es el carcinoma de células escamosas. Estos tumores se presentan principalmente en bovinos de las razas Hereford, Simmental, y Holstein, ocasionando cáncer de ojo, cuyo origen es genético, pero también se relaciona con la exposición a la radiación UV, así mismo afecta a felinos y caninos. En caballos, las razas más sensibles son Belga, Clydesdale, Shire y Appaloosa generando lesiones principalmente en regiones muco-cutáneas (conjuntiva, vulva y perineo). En canideos las lesiones están localizadas en tronco, extremidades, escroto, labios y el lecho ungueal; en felinos, en cara, orejas, principalmente cuando hay pelo blanco. La radiación UV induce también melanocitomas, el 80 al 90 % de estos tumores son benignos en bovinos, localizándose principalmente en piel; en el resto de los animales, estos tumores suelen ser malignos, llamados melanomas, siendo comunes en caninos y equinos, poco comunes en gatos y raros en otras especies ^2,10.

Otros padecimientos provocados por luz UV son los melanomas, en perro se localizan en boca, labios, piel (cabeza y el escroto), dedos y ojo, así como los hemangiomas, que son una neoplasia relativamente benigna de los capilares caninos en la piel, tronco, extremidades y tejidos blandos, con frecuencia son precursores de los hemangiosarcomas. Así la radiación UV afecta a algunas especies de manera importante tanto en aspectos de salud, como en aspectos de trascendencia económica para productores de ganado ^2,10.

Estrés celular. Debido a que los estresores físicos y químicos afectan a los organismos, se ha puesto interés en un grupo de biomoléculas conocidas como proteínas de choque térmico (Hsp), son una familia de proteínas altamente conservadas, existen tanto en células eucariontes como procariontes. En condiciones normales ayudan al plegamiento de proteínas, en los procesos de transporte a través de membranas, así como a su integración a diversos orgánulos. Un miembro de esta familia es la Hsp70 la cual actúa como chaperona y juegan un rol importante en la homeostasis de proteínas en la célula ^11,12.

En procesos de estrés como choque térmico, exposición a metales pesados, especies reactivas de oxígeno y radiación ultravioleta, entre otros, estas proteínas aumentan su expresión para recuperar la homeostasis celular al renaturalizar proteínas o al inducir su destrucción cuando son dañadas. Se ha encontrado una relación directa respecto a la dosis de UV recibida y la expresión de la proteína Hsp70 en diferentes modelos experimentales como en células de la piel humana ¹³, en fibroblastos murinos ¹⁴, y en corneas de ratón ¹⁵.

Apoptosis. El proceso de apoptosis o muerte celular programada se lleva a cabo con el fin de controlar el desarrollo y crecimiento celular, puede presentarse por señales celulares controladas o inducida por factores físicos, químicos o fisiológicos que dañan la célula. Ocurre durante el desarrollo y el envejecimiento, como mecanismo homeostático para mantener las poblaciones celulares en tejidos. Hay dos vías apoptóticas principales: la vía del receptor extrínseco o de muerte, y la vía intrínseca o mitocondrial. La apoptosis se considera uno de los principales mecanismos de muerte celular por la exposición a la radiación ¹⁶. En las células que activan la apoptosis se pueden observar características morfológicas celulares tales como, contracción celular, picnosis (contracción del núcleo y condensación de la cromatina), citoplasma denso, orgánulos más apretados, cariorrexis (ruptura del núcleo celular) y separación de fragmentos celulares (citoplasma con organelos apretados con o sin un fragmento nuclear) en cuerpos apoptóticos ^17,18,19.

Leucocitos y radiosensibilidad a luz UV. Un modelo para estudiar los efectos dañinos de la radiación UVA son los leucocitos, debido a su alta radiosensibilidad, por lo que es utilizado como modelo para observar la susceptibilidad de algunos organismos que habitan en zonas áridas con un alto nivel de radiación solar y ultravioleta ^20,21.

Los altos índices de radiación UVA que llegan a la superficie terrestre tiende a disminuir la respuesta inmune tanto innata como adaptativa ^21,22,23, debido a que la UVA tiene la capacidad de penetrar hasta la dermis cuya estructura está altamente vascularizada ^6,7, donde puede interactuar con células del sistema inmune (leucocitos), modificando su respuesta ^22,23.

Factores de exposición a Luz UV y estrés animal. La especie ovina es la más explotada en las zonas áridas, siendo su carne y lana, los productos más importantes. México se encuentra en el 5° lugar de América en producción de ovinos de las cuales, Zacatecas cuenta con 427,080 cabezas de ganado ^24,25. La mayor parte es de tipo criollo, Hamtshire Down, Katahdin, Dorper entre otras. Su explotación se desarrolla en condiciones extensivas de manejo por lo que su alimentación depende del pastoreo de la vegetación de los agostaderos, y por ende se exponen frecuentemente a los factores ambientales de la región ²⁶. Uno de estos factores a los que se exponen estos animales e incluso el ser humanos que habita Zacatecas, es a altas dosis de luz solar durante todo el año ^27,28. Debido a esta exposición continua a las emisiones solares, las células de la piel del hombre y algunos animales domésticos sufren estrés como consecuencia de la radiación UV y el calor, por lo que se puede entender el grado de estrés que padecen los organismos que habitan las zonas áridas y semiáridas en la tierra cuya carga solar es alta con un paquete de radiación ultravioleta elevada y una carga calórica considerable ²⁹.

Lo antes expuesto muestra la capacidad de daño que puede tener la radiación UVA sobre los organismos, por lo que es importante diferenciar el daño que esta radiación produce en los leucocitos de ovinos con respecto a los leucocitos humanos tomando en cuenta que en los ovinos de manera natural no están directamente expuestos a este factor por su capa de pelo y los humanos si, pese a su pigmentación, lo que nos lleva a plantear por lo antes expuesto que los leucocitos humanos deberán ser más radio resistentes que los ovinos en un análisis in vitro. Así, el objetivo del presente estudio fue determinar in vitro el daño que provoca la radiación UVA medido a través de la viabilidad celular, el grado de expresión de un bioindicador de estrés como la proteína Hsp70, degradación del material genético y el proceso de muerte por apoptosis en leucocitos ovinos Katahdin, Dorper y Humanos.

MATERIAL Y MÉTODOS

Modelo de estudio. Se utilizaron leucocitos de ovinos Katahdin, ovinos Dorper y Humanos, los cuales fueron seleccionados por su alto grado de sensibilidad a las radiaciones tanto ionizantes como no ionizantes ^17,20,21 y por su fácil obtención.

Las muestras de leucocitos se obtuvieron de sangre total colectada de ovinos machos sanos Katahdin y Dorper, por punción venosa en la yugular utilizando tubos Vacutainer^® adicionados con EDTA (n= 5 para cada modelo experimental). Los animales fueron tratados bajo las mismas condiciones de estabulación, que provenían del rancho "Manicomio", localizado en el municipio de Jerez, Zacatecas, México, localizado en las coordenadas GPS: 22°42'24.2"N 102°59'04.5"W. Las muestras de leucocitos humanos fueron de voluntarios sanos con una edad de 20-30 años, se colectaron por punción en la vena cefálica utilizando tubos Vacutainer^® con EDTA (n = 5).

Obtención de leucocitos. Se llevó a cabo por gradiente de Ficoll Histopaque^® (SIGMA-ALDRICH^® 10771). Hecho esto, se procedió a realizar alícuotas de 500 μL de los leucocitos en medio RPMI^® (con un promedio de 100,000 células) en tubos Eppendorf para exponerlos a radiación UVA.

Exposición a radiación UVA. Los leucocitos fueron expuestos a radiación UVA en los tiempos: una, dos y tres horas utilizando una lámpara de radiación UV Handelheld con un potencial de exposición de radiación UVA de 8W a 365 nm. Como control se utilizaron leucocitos no irradiados.

Evaluación de viabilidad celular. Por el método de exclusión de azul de tripán, los leucocitos fueron contados y se evaluó su viabilidad ³⁰. Todo lo anterior fue en leucocitos no irradiados (control) y otros una hora después de la irradiación.

Lisis celular. Cada muestra de leucocitos fue homogenizada en tubos Eppendorf con 500 uL de buffer de lisis que contiene: Tritón X-100 al 1%, NaCl 140 mM, EDTA 1 mM, Tris-HCl 10 Mm pH 7.6 e inhibidor de proteasas 1 mM, PMSF (Sigma Chemical Co, St Louis MO, USA, P-7626), realizando inversiones sucesivas. El lisado celular se centrifugó por 10 minutos a 10,976 gravedades y el sobrenadante se recuperó para determinar la concentración de proteínas. La cuantificación de proteína se realizó mediante la técnica descrita por Bradford en 1976 ³¹, para garantizar que se evaluará la misma cantidad de proteína de cada muestra por PAGE-SDS.

Caracterización de proteínas por PAGE-SDS. De cada condición experimental, 20 μg de proteína fueron caracterizados por PAGE-SDS al 7.5% de acuerdo con la técnica descrita por Laemmli en 1970 ³².

Western Blot e Inmunodetección. Las proteínas en los geles de poliacrilamida-SDS se transfirieron a membranas de nitrocelulosa (Amersham, RPN303C), tal como describió Towbin en 1979 ³³. La membrana fue bloqueada con PBS-Caseína al 3% durante toda la noche, después, se lavaron con PBS e incubaron con anticuerpos monoclonales para identificar Hsp70 (SC-24 Santa Cruz Biotechnology^®) en dilución 1:1000 en solución bloqueadora, por 1 hora. Posteriormente para identificar la unión del primer anticuerpo a la proteína de interés, las membranas se incubaron con un segundo anticuerpo anti-ratón IgG-HRP conjugado a peroxidasa (SC-2005 Lot.F0412 Santa Cruz Biotechnology^®). La unión antígeno-anticuerpo fue observada mediante colorimetría empleando Diaminobencidina (0.1%) activada con peróxido de hidrógeno, observando la aparición de bandas de color café, las cuales se analizaron con un foto-documentador marca Bio-Rad^© (Image Lab Bio-Rad^® Laboratorioes) empleando el software Image Lab versión 2.0.1 build 18 (Copyright^© 2009 de Bio-Rad^® Laboratories), para obtener su densidad óptica con la finalidad de cuantificar el nivel de expresión de proteínas en cada muestra.

Evaluación de la integridad de ADN. Para el aislamiento de ADN genómico, se tomó una alícuota de 500 μL de cada muestra a la cual se le adiciono reactivo DNAzol^® (Regent GibcoBRL) para lisar. Después, el ADN genómico se precipito mediante etanol absoluto frio. Tras un lavado con etanol (75%), el ADN se disolvió en NaOH 8 mM para ser re-suspendido. Posteriormente el ADN se cuantificó por espectrofotometría (a 260 nm) utilizando un Nanodrop^® (thermo scientific), para garantizar la misma concentración de ADN de cada muestra, posteriormente se realizó el corrimiento del ADN en geles de agarosa y se evaluó su integridad.

El ADN se caracterizó en geles de agarosa (0.8%) en buffer TAE 1X (Tris ácido etilendiamin tetracético, 5 M, pH 8) con bromuro de etidio para revelarse, preparando las muestras con buffer de carga y colocándose en el gel junto con un marcador de peso molecular para correrse a 80 Volts por una hora, posteriormente se observaron los geles en el foto-documentador Bio-Rad^© (descrito anteriormente) para evaluar su integridad.

La integridad o degradación del ADN se observó en el gel de agarosa utilizando el siguiente criterio: Si el ADN esta integro, se observa una banda estrecha cercana al pozo en que se colocó la mezcla de ADN. Si está fragmentado, se observará una banda de más de un cm de ancho o un sendero luminoso en el carril de la muestra ³⁴.

Evaluación de la morfología leucocitaria. Mediante una alícuota de 500 μL de sangre total control y otra irradiadas con UVA, se realizaron frotis sanguíneos en portaobjetos y se tiñeron con colorante de Wright (WR0505 Golden Bell^®). Posteriormente, se observaron los frotis en microscopio óptico con aumento 100X y se registraron las anomalías morfológicas encontradas en cada muestra ¹⁷.

Análisis estadístico. Para el análisis de los datos de viabilidad celular de los leucocitos, que fueron 60 unidades experimentales, se utilizó el modelo de diseño de bloques completos al azar.

Los datos fueron analizados utilizando el procedimiento PROC GLM del paquete estadístico SAS (2002) con una α=0.05 para poder observar si existían diferencias significativas en las medias de viabilidad celular. Posteriormente se realizó una comparación de medias de viabilidad celular entre bloques (razas) y tratamientos con el método Tukey con la sentencia MEANS del SAS.

Los resultados obtenidos de viabilidad celular fueron representados gráficamente mediante Excel^®, y expresados como media de viabilidad celular para cada bloque y sus tratamientos ¿desviación estándar (±D.E.).

RESULTADOS

Viabilidad de leucocitos irradiados con UVA. Se observó un efecto (p<0.05) en las medias de viabilidad de los leucocitos con respecto a su control entre las razas evaluadas. Las células que presentaron viabilidades más altas fueron las humanas, seguido de las Katahdin y por último las Dorper. El control mantuvo las viabilidades más elevadas, seguido de una hora de exposición a radiación UVA, después dos horas de exposición y por último tres horas de exposición (Figura 1).

^a,b,c Diferentes literales indican diferencia estadística significativa para la variable tratamientos y ^A,Bpara la variable Raza (p<0.05).

Figura 1 Viabilidad (±D.E.) de leucocitos irradiados con UVA. C: control, 1H: 1 hora, 2H: 2 horas y 3H: 3 horas. 

Expresión de Hsp70 en leucocitos irradiados con UVA. Se observó para los tres modelos de estudio, una expresión basal de Hsp70 en el control, una sobreexpresión a la una y dos horas, y una baja expresión a las tres horas para los modelos Katahdin y humano, mientras para el modelo Dorper, se observó un incremento a la hora y una caída a la segunda y tercera hora de exposición. Dichos resultados fueron obtenidos mediante el análisis de densidad óptica de cada banda de proteina detectada por wester blot (Figura 2).

Figura 2 Expresión de Hsp70 en leucocitos. A) Katahdin, B) Dorper y C) Humanos irradiados con UVA. C: control, 1H: 1 hora, 2H: 2 horas y 3H: 3 horas. D.O.: densidad óptica obtenida utilizando un foto-documentador. 

Integridad del ADN en leucocitos irradiados con UVA. Se observó para cada tratamiento y para cada modelo de estudio, amplias fragmentaciones en las muestras expuestas a una, dos y tres horas a radiación UVA de manera creciente respecto a su control, así mismo en los modelos de leucocitos Katahdin y Dorper estas fragmentaciones se presentaron con mayor intensidad (Figura 3).

Figura 3 Fragmentación de ADN en leucocitos irradiados con UVA. C: control, 1H: 1 hora, 2H: 2 horas y 3H: 3 horas de exposición. 

Evaluación morfológica de leucocitos irradiados con UVA. Al observar una disminución de la viabilidad celular, investigamos si esta caída es debida a una muerte celular vía apoptosis, observándose lo siguiente:

En leucocitos Katahdin control se observaron morfologías normales en el 100% de las células, en una hora de exposición se encontraron cambios morfológicos relacionados con apoptosis como: Fragmentación, condensación nuclear, cuerpos apoptóticos, rupturas de membrana y fragmentación del ADN en el 40% de las células, para dos horas de exposición se encontraron: Cuerpos apoptóticos, fragmentación, formación de vacuolas y condensación nuclear en el 70% de las células y para tres horas de exposición se encontró: Cuerpos apoptóticos, fragmentación, formación de vacuolas y condensación nuclear en el 100 % de las células. En este estudio solo presentamos las alteraciones morfológicas para modelo Katahdin, cuyas anomalías se relacionan con los modelos Dorper y Humano, no así el porcentaje, las cuales son menores en los leucocitos humanos (Figura 4, Figura 5 y Tabla 1).

Figura 4 Cambios morfológicos relacionados con apoptosis en leucocitos Katahdin irradiados con UVA. A) Células control, B) Una hora de exposición, C) Dos horas de exposición y D) Tres horas de exposición. 

Figura 5 Porcentaje de alteraciones morfológicas relacionadas con apoptosis en leucocitos irradiados con UVA. C: control, 1H: 1 hora, 2H: 2 horas y 3H: 3 horas de exposición. 

Tabla 1 Cambios morfológicos relacionados con apoptosis en leucocitos irradiados con UVA. 

En leucocitos Dorper en el control se observaron morfologías normales en el 100 % de las células, en una hora de exposición se encontraron cambios morfológicos relacionados con apoptosis como: Formación de vacuolas, condensación nuclear, fragmentación, cuerpos apoptóticos y fragmentación del ADN en el 40% de las células, en dos horas de exposición se encontraron: Formación de vacuolas, condensación nuclear, fragmentación y cuerpos apoptóticos en el 70% de las células y en tres horas de exposición se encontraron: Formación de vacuolas, fragmentación, condensación nuclear, fragmentación del ADN, y cuerpos apoptóticos en el 100% de las células (Figura 5, Figura 6 y Tabla 1).

Figura 6 Cambios morfológicos relacionados con apoptosis en leucocitos Dorper irradiados con UVA. A) Células control, B) Una hora de exposición, C) Dos horas de exposición y D) Tres horas de exposición. 

En leucocitos Humanos en el control se observaron morfologías normales en el 100 % de las células, en una hora de exposición se encontraron cambios morfológicos relacionados con apoptosis como: Formación de vacuolas, condensación nuclear y fragmentación en el 10% de las células, para las dos y tres horas de exposición se encontraron las mismas anomalías, pero con una frecuencia de 30 y 50 % respectivamente (Figura 5, Figura 7 y Tabla 1).

Figura 7 Cambios morfológicos relacionados con apoptosis en leucocitos humanos irradiados con UVA. A) Células control, B) Una hora de exposición, C) Dos horas de exposición y D) Tres horas de exposición. 

DISCUSIÓN

El propósito del presente estudio fue determinar el daño que provoca la radiación UVA medido a través de la viabilidad celular, el grado de expresión de un bioindicador de estrés como es la proteína Hsp70, degradación del material genético y el proceso de muerte por apoptosis en leucocitos ovinos Katahdin, Dorper y humanos. Esto se basa en estudios que demuestran la alteración de la homeostasis celular provocada por la radiación UVA ^1,7,9, sobre todo en leucocitos, ya que la UVA llega hasta la dermis altamente vascularizada ^6,7.

Al analizar la viabilidad celular por exposición a radiación UVA, está disminuyó en los tres modelos de estudio, siendo más evidente en los leucocitos ovinos, fenómeno similar reportado por otros autores utilizando distintos modelos animales y vegetales ^8,35.

También hay que considerar que los leucocitos ovinos pueden ser más susceptibles a la exposición a radiación ultravioleta in vitro respecto a los humanos, ya que en la naturaleza los especímenes ovinos cuentan con barreras naturales como el pelo y la grasa que protegen a las células de este factor ambiental, por lo cual las células al no estar tan expuestas a la radiación UV, estas no generan mecanismos adaptativos para su protección a este factor, y por otro lado, debido a que el humano no cuenta con tal protección, sus células han tenido que adaptarse de mayor manera a la exposición a la radiación UV.

En otro tipo de animales como los bovinos se ha observado que la morfo-fisiolgía de la piel animal muestra características de adaptación a las condiciones del ambiente del tipo evolutivo. Estudios entre el ganado bovino Cebú (Bos indicus) y el Holstein (Bos taurus) en relación al calor, muestran que el grosor de la piel no es homogéneo, ni las diferentes estructuras de la piel, lo que explica una mejor adaptación del Cebú a las altas temperaturas, por presentar pelo más corto y grueso, un mayor grosor de la piel con epidermis más delgada, una dermis reticular más profunda, y un mayor volumen de glándulas sudoríparas con implantación dérmica, lo que le confiere una mayor superficie excretora y una densidad glandular incrementada por área. Todo esto permite generar ajustes térmicos a las variables ambientales, para facilitar el incremento o disminución de la pérdida de calor, lo que conlleva a un menor estrés ambiental ¹⁰.

Al observar el comportamiento en la expresión de Hsp70 que es un bioindicador de estrés celular ^11,36, encontramos un incremento de esta proteína por exposición a radiación UVA a la una y dos horas y una disminución a las tres horas en los modelos Katahdin y humano, mientras que para el modelo Dorper su incremento fue a la hora y una caída a la segunda y tercera hora de exposición. Estos resultados coinciden con otros estudios en diferentes modelos experimentales sometidos a radiación UV como en células epidérmicas (NHK, células A431, NHM y SK30) que mostraron una expresión de Hsp70 alta, con una disminución después de altas dosis de irradiación con UVA ¹³; también se observó en corneas de ratón sometidas a radiación UVB una elevación en Hsp70 ¹⁵; otro estudio en queratinocitos de ratones transgénicos irradiados con UVB, generó aumento en la expresión de Hsp70 y una disminución en dosis mayores ³⁷; al igual que para embriones de erizo (Paracentrotus lividus) expuestos a UVB, los cuales presentaron una elevación en Hsp70 ³⁸.

Es conocido que los efectos que provoca la radiación UV sobre el ADN son diversos y con consecuencias desfavorables a corto, mediano y largo plazo. Para analizar si en los leucocitos la radiación UVA genera daño al ADN después de la irradiación se obtuvo material genético de los leucocitos y se analizó si tenía alguna alteración. Se encontró degradación de ADN en los tres modelos, tal efecto fue más evidente conforme aumentó el periodo de exposición, el mayor daño se observó en leucocitos ovinos, este daño al ADN por UVA coincide con lo reportado por Martinez ³⁹ en 2017, en donde demuestra la existencia de varios mecanismos que dañan al ADN por la exposición a radiación UVA, así también por lo reportado por Sayed ³⁵ en 2018, en donde observó que al irradiar células sanguíneas de Clarias gariepinus con radiación UVA, se inducia daño al ADN, el cual se incrementa a dosis mayores de exposición; en contraste Viada-Pupo et al ⁴⁰, al irradiar leucocitos humanos bajo dosis y tiempos moderados con radiación UV, no encontraron evidencia significativa de daño al ADN, lo cual nos puede indicar que las células tienen cierto umbral a la exposición de radiación ultravioleta que no afecta la integridad del material genético de manera suficiente para ser evaluado, pero al sobrepasar este umbral el ADN comienza a degradarse por los diferentes mecanismos que induce la exposición a este factor ambiental y bajo este esquema los mecanismos moleculares de reparación no funcionan adecuadamente. Tales alteraciones sobre esta molécula están perfectamente descritas como la dimerización de bases púricas o rompimiento directo ⁹.

De acuerdo con los resultados descritos previamente al tener una caída en la viabilidad celular, una sobreexpresión de un bioindicador de estrés Hsp70 y daño a la molécula del DNA, posiblemente estos factores pudieran conducir a la activación de muerte celular por apoptosis. Por lo que al analizar si durante la irradiación se manifestaban eventos típicos de apoptosis, se encontró tal activación de la apoptosis a partir de la primera hora y fue más evidente conforme pasó la segunda y tercera hora. Los resultados anteriores coinciden con reportes sobre el fenómeno de apoptosis en células mononucleares de sangre periférica tratadas con radiación UVA por medio de fotoféresis ⁴¹; en células Jurkat y leucocitos de ratas expuestas a radiación UVA por fotoféresis ¹⁸ y en neutrófilos irradiados con radiación UVB ⁴².

En conclusión, la radiación UVA generó estrés en leucocitos ovinos y humanos in vitro, ya que se observó una caída en la viabilidad celular, alteración en la expresión de Hsp70, daño al ADN e inducción de apoptosis, siendo el modelo ovino Dorper el más susceptible a este factor.