Introducción

La especie Capsicum pubescens Ruiz & Pav. (chile manzano) es originaria de las partes altas de Perú y Bolivia, fue introducida a México a principios del siglo XX, es una planta perenne, cultivada en áreas de transición y de clima templado entre 1000 y 2500 m.s.n.m. (^{Pérez, 2002}). Entre 25 especies reconocidas, solo cinco son de importancia económica: C. annuum L., C. frutescens L., C. baccatum L., C. pubescens Ruiz & Pav., y C. chínense Jacq. (^{Perry y Flannery, 2007}). De manera particular, C. pubescens es la única de las especies domesticadas que no tiene reportes de su forma silvestre; no obstante, la mayor diversidad genética de la especie se encuentra en Sudamérica (^{Pérez y Castro, 2012}). En México, existe gran diversidad en hábito de crecimiento de la planta, tipo, forma, color y tamaño de fruto, que pueden ser aprovechadas en programas de mejoramiento genético (^{Leyva-Ovalle et al., 2018}).

Entre las especies domesticadas, C. pubescens se caracteriza por presentar flor violeta y semilla negra (^{Ibiza et al., 2012}); la semilla presenta una testa dura y una baja actividad metabólica durante su proceso de latencia, lo que ocasiona que rápidamente pierda viabilidad aún bajo condiciones controladas (^{Pérez y Castro, 2012}). Uno de los principales factores para optimizar la producción agrícola es el uso de semillas de buena calidad la que está asociada con el mantenimiento de la viabilidad de éstas durante su periodo de latencia (^{Pittcock, 2008}; ^{Penfield, 2017}).

La germinación en sentido estricto es el proceso fisiológico que se inicia con la absorción de agua por la semilla (imbibición) y termina cuando emerge la radícula (^{Bewley y Black, 1994}). Este fenómeno, incluye numerosos eventos, tales como: respiración, hidratación de proteínas, cambios estructurales subcelulares, y elongación celular (^{Manz et al., 2005}). Los estudios recientes sobre germinación de semillas son una importante herramienta para la conservación de varias especies (^{Wahid et al., 2007}; ^{Moo-Muñoz et al., 2016}; ^{García- Paredes et al., 2017}; ^{Kheloufi et al., 2017}; ^{Iralu y Upadhaya, 2018}). Estos estudios ayudan a comprender mejor los procesos involucrados en este fenómeno, así como a identificar técnicas para la producción de plántulas.

Existen diferentes tipos de latencia que restringen los procesos de germinación, siendo estos de tipo: físico o mecánico (cubierta seminal dura), química, morfológica y fisiológica (^{Bewley y Black, 1994}; ^{Viémont y Crabbé, 2000}). Entre ellos la latencia física por impermeabilidad de la cubierta seminal es el medio más simple pero efectivo que retarda la germinación (^{Finch-Savage y Leubner-Metzger, 2006}). Para romper este tipo de latencia se utilizan la escarificación mecánica, química con ácido sulfúrico y térmica con calor húmedo (^{Hernández-Verdugo et al., 2010}; ^{Baskin y Baskin, 2014}; ^{Lozano et al., 2016}).

Debido a la impermeabilidad del tegumento, la germinación de las semillas de C. pubescens es irregular (^{Pérez, 2002}; ^{Pérez y Castro, 2012}), lo que induce latencia física. Los bajos porcentajes de germinación de la semilla madura en esta especie se asocian con la presencia de testa dura, cera epicuteliar y alto contenido de ácido absícico (^{Leubner-Metzger, 2003}).

^{Tanaka-Oda et al. (2009)} estudiaron el efecto de diferentes tratamientos con ácido sulfúrico sobre semillas de Sabina vulgaris Ant. y concluyeron que la mejor tasa de germinación se obtuvo con la inmersión por 120 min y una temperatura de incubación entre 25 y 30 °C. ^{García-Paredes et al. (2017)} evaluaron el efecto de ácido sulfúrico, agua hirviendo y calentamiento en estufa sobre semillas de Pithecellobium dulce (guamúchil), Leucaena leucocephala (huaje) y Sesbania spp. (sesbania) y encontraron los mejores resultados con el tratamiento ácido sulfúrico.

La efectividad de tratamientos pregerminativos en semillas de diferentes especies ha sido demostrada en varios estudios (Hernández- Verdugo et al., 2010, ^{Barba-Espín et al., 2011}; ^{Barba-Espín et al., 2012}, ^{Lozano et al.; 2016}, ^{López-España et al.; 2017}; ^{García-Ruiz et al., 2018}). No obstante, no existen estudios sobre el tema en C. pubescens con el objetivo de entender mejor el proceso de germinación en este cultivo. El objetivo del presente trabajo de investigación fue evaluar el efecto de diferentes concentraciones de ácido sulfúrico, peróxido de hidrógeno y ácido giberélico sobre el porcentaje de germinación y características de plántulas de semillas de C. pubescens. Adicionalmente, generar información de esta especie de clima templado para su establecimiento en los diferentes sistemas de producción asociados con el cultivo.

Materiales y métodos

Manejo del ensayo

Las evaluaciones fueron realizadas en lote de 300 semillas tomadas al azar que fueron sometidas a diferentes tratamientos de pregerminación (Cuadro 1). Como sustrato húmedo se utilizaron ‘peat moss’ y agrolita en proporción 80:20 colocado en bandejas con capacidad para 200 plántulas. Cuarenta y nueve días después de la siembra, cuando las plántulas presentaron cuatro hojas verdaderas, fueron trasplantadas a vasos de unicel de 255 ml, hasta la cosecha (^{Pérez y Castro, 2012}).

Cuadro 1 T ratamientos pregerminativos en semillas de chile manzano (C. pubescens Ruiz & Pav.). U. Veracruzana, México. 

El control de plagas se realizó por aspersiones foliares con abamectina® (0.5 ml/l) cada 15 días durante el ciclo del experimento. El manejo preventivo contra hongos se realizó con oxicloruro de cobre® (0.01 g/l) para Phythoptora capsici, Fusarium spp. y Rhizoctonia solanii. En forma foliar se aplicaron los fertilizantes Bayfolan Forte® (0.01 ml/l). Los riegos fueron aplicados de acuerdo con los requerimientos del cultivo, tratando de mantener el porcentaje de saturación de humedad sugerido por ^{Pérez y Castro (2012)}.

Resultados

Los análisis se realizaron para datos recolectados en un periodo de 11 semanas. De acuerdo con el análisis de varianza, se encontraron diferencias (P < 0.01) para todas las variables en estudio, lo que indica respuestas diferenciales de C. pubescens a cada tratamiento de pregerminación (Cuadro 2). Los coeficientes de variación variaron entre el 13.1 y 29.6 % lo que, en este estudio, sugiere confiabilidad en los resultados (^{Castillo, 2007}).

Cuadro 2 Cuadrados medios y significancia estadística para seis caracteres vegetativos en semillas de C. pubescens. U. Veracruzana, México. 

*P < 0.05; **P < 0.01; ns = no significativo; G.L = grados de libertad; PG = porcentaje de germinación; APTA = altura de planta; HOJV = hojas verdaderas; DTLLO = diámetro de tallo; PFS = peso fresco; PSC = peso seco; C.V(%) = coeficiente de variación.

El porcentaje de germinación más alto se obtuvo con inmersión en C₁₉H₂₂O₆ a 15%, igualmente con la concentración de 20% por 24 h; no obstante, cuando la concentración aumentó hasta 25% se redujo a 23.3 % (Cuadro 3). ^{Gupta y Chakrabarty (2013)} encontraron que el rompimiento de la latencia para iniciar la germinación es controlado por factores físicos (luz, temperatura y humedad). ^{Finkelstein et al. (2008)} consideran que además de los factores físicos involucrados en la germinación, existen hormonas endógenas reguladoras del crecimiento como giberelinas que estimulan este proceso. Estos resultados muestran alternativas para romper la latencia de semillas de C. pubescens. Se sabe que el pericarpio y la cubierta seminal a menudo contienen compuestos fenólicos y alcaloides, que inhiben la germinación, no obstante estos pueden ser oxidados por H₂O₂, contribuyendo a la descomposición de los inhibidores de la germinación. De manera similar el ácido giberélico debilita la cobertura de la semilla e induce enzimas hidrolíticas, promoviendo el proceso de germinación.

Los tratamientos con inmersión en H₂O₂ a 20 y 15% aumentaron el porcentaje de germinación, pero fueron inferiores en 3.3% al alcanzado con C₁₉H₂₂O₆. El efecto positivo de H₂O₂ sobre la germinación de la semilla se explica por la liberación de O₂ que acelera la respiración mitocondrial y las actividades metabólicas (^{Katzman et al., 2001}). En contraste, en este estudio la presencia de H₂SO₄ produjo un efecto negativo sobre la germinación en semillas de C. pubescens, como resultado del rompimiento de la cubierta seminal y consecuente destrucción del embrión, lo que difiere con resultados obtenido en otros estudios.

La altura de planta, el número de hojas verdaderas y el diámetro de tallo en plántulas de C. pubescens fueron más altos en las plantas tratadas con H₂O₂. Se observó un efecto inhibidor del crecimiento para los tratamientos con C₁₉H₂₂O₆, en comparación con las plantas en el tratamiento testigo. La producción de biomasa verde fue más alta en el tratamiento H₂O₂ a 10% (Cuadro 3). ^{Demir et al. (2008)} encontraron que vigor de la semilla es afectado durante el secado después de la cosecha, así como por, características genéticas, condiciones ambientales, época de cosecha, daños mecánicos, y condiciones durante el almacenamiento.

Cuadro 3 Comparación de medias de seis caracteres vegetativos en semillas de C. pubescens. U. Veracruzana, México. 

*Medias con letras diferentes en una columna son estadísticamente diferente (Tukey; P < 0.05); APTA = altura de planta; HOJV = hojas verdaderas; DTLLO = diámetro de tallo; PFS = peso fresco; PSC = peso seco; H₂SO₄ = ácido sulfúrico (AS); H₂O₂ = peróxido de hidrógeno (AO); C₁₉H₂₂O₆ = ácido giberélico (AG-3).

En la Figura 1, se observa la celeridad del proceso de germinación. Los tratamientos con C₁₉H₂₂O₆ (15%, 12 h) y H₂O₂ (20%, 15 min) presentaron un alto porcentaje de germinación en la segunda y tercera semana después de la siembra. Asimismo, se observa que después de la cuarta semana se detiene el proceso germinativo de los tratamientos e inicia el crecimiento y desarrollo de las plántulas.

Figura 1 Porcentaje de germinación en semillas de chile manzano después de la imbibición en presencia de diferentes tratamientos pregerminativos. H₂SO₄ = ácido sulfúrico (AS); H₂O₂ = peróxido de hidrógeno (PO); C₁₉H₂₂O₆ = ácido giberélico-3 (AG). 

Figura 2 Temperatura y humedad relativa semanal bajo invernadero del 5 de noviembre de 2017 a 10 de enero de 2018. H₂SO₄ = ácido sulfúrico (AS); H₂O₂ = peróxido de hidrógeno (PO); C₁₉H₂₂O₆ = ácido giberélico (AG₃).-----= intervalo óptimo de humedad relativa;----= intervalo óptimo de temperatura. 

El comportamiento de la temperatura (14 - 25°C) y la humedad relativa (48 - 92%) fueron adecuados para el desarrollo de las plántulas y los valores críticos ocurrieron en la séptima y octava semana DDS (Figura 2). De acuerdo con ^{Pérez y Castro (2012)} el intervalo óptimo de temperatura para esta especie varía entre 18 y 22°C durante el día y entre 10 y 12 °C durante la noche, con una humedad relativa de 70 a 80%. ^{García-Ruiz et al. (2018)} analizaron el momento óptimo de extracción de semillas de C. pubescens en función de su calidad física y fisiológica, y encontraron 84.2% de germinación en semillas con 3 días de almacenamiento después de la cosecha, en contraste, con 74.8% de germinación después de 17 días de almacenamiento. Según los autores, el desarrollo de la semilla de C. pubescens ocurre al mismo tiempo que el desarrollo fisiológico del fruto y en este estado la calidad de la semilla comienza a deteriorarse.

Algunos autores (^{Taylor et al., 1999}; ^{Enríquez- Peña et al., 2004}; ^{Hernández-Verdugo et al., 2010}; ^{García-Ruíz et al., 2018}) encontraron que la germinación y el crecimiento son afectados por la temperatura y la radiación. El crecimiento de las plantas decrece cuando la temperatura disminuye por debajo de un valor mínimo o excede un valor máximo, bajo esa área se encuentra el valor óptimo de traslape de crecimiento y desarrollo de la planta (^{Pérez y Castro, 2012}).

Conclusiones

El uso de H₂O₂ y C₁₉H₂₂O₆ para el osmo- acondicionamiento de semillas de C. pubescens antes de la siembra mejoró la emergencia de plántulas y su vigor; por el contrario, el tratamiento de inmersión con H₂SO₄ inhibió la emergencia de las plántulas. El presente trabajo provee información confiable que puede ser usado y adoptado en los programas de mejoramiento genético.