INTRODUCCIÓN
Los microorganismos son fundamentales en los ciclos biogeoquímicos; su preservación son prioridad en los laboratorios de microbiología por el potencial biotecnológico que representan. Los recursos microbianos deben conservarse en buen estado fisiológico y genéticamente estables 1. Los principales métodos de conservación son crecimiento continuo, deshidratación y congelación. La liofilización es un proceso que sirve para la conservación y el transporte de productos biológicos, siendo un proceso importante en los campos de investigación 2. Sin embargo, durante el proceso puede presentarse desnaturalización de proteínas y daño del ADN por el choque osmótico y la lesión de membranas, disminuyendo la viabilidad celular 3. Por lo que se requiere de preservadores que reduzcan presión osmótica y estrés inducido por congelación y deshidratación; ya que, los microorganismos e incluso cepas de una especie determinada varían en su viabilidad después de la liofilización 2. Así, la información disponible sobre preservadores en la liofilización de microorganismos ruminales es escasa 4.
Los preservadores se clasifican en tres categorías: los que penetran tanto la pared celular como la membrana citoplasmática para que la membrana sea más plástica e impidan la formación de cristales de hielo dentro de la célula durante la congelación; los que penetran solo la pared celular para inducir plasmólisis de las células antes de la congelación; y los que no interactúan directamente con pared celular o membrana citoplasmática, pero que forman una capa viscosa que inhibe la tasa de crecimiento del hielo al aumentar la viscosidad de la solución 5.
Los azucares como preservadores actúan en las membranas celulares, ya que inhiben cambios de fase perjudiciales a baja hidratación, reduciendo las temperaturas de transición de gel a fase fluida 6. Por lo que los disacáridos se usan como preservadores porque estabilizan membranas lipídicas por la diferencia entre la temperatura de transición vítrea y la formación del estado vítreo del azúcar 2. Hubálek 7 reportó el usó de lactosa (1 al 10 %) como preservador en Lactococcus lactis, el cual mejoró la protección comparado con glicerina en cultivos almacenados a -70°C; además, publicó el uso de maltosa en combinación con glicerol para la conservación de Scenedesmus spp.
El carbón activado posee características de adsorción física reversible, adsorción en fase líquida sin eliminación por desorción simple y porosidad, lo que permite su uso como preservador de microorganismos 4. Sánchez-Santillán et al 4 usaron carbón activado en la conservación de consorcios bacterianos celulolíticos, el cual mejoró la degradación de celulosa cristalina comparado con aquellos que no contenían preservador.
En general, los estudios que involucran la conservación de microorganismos usando preservadores se basan en la viabilidad de estos al momento de la rehidratación, y algunos autores 4,8,9,10 enfocan sus estudios en medir el efecto durante la fermentación de los microorganismos. Así, la hipótesis del presente estudio es que lactosa, maltosa y carbón activado sirven como preservadores de consorcios bacterianos celulolíticos, sin afectar su potencial durante la fermentación in vitro. Por tanto, el objetivo fue evaluar la fermentación in vitro de consorcios bacterianos ruminales celulolíticos conservados por liofilización usando carbón activado, maltosa y lactosa como preservadores.
MATERIALES Y MÉTODOS
Sitio de estudio. El trabajo se realizó en el Laboratorio de Nutrición Animal de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia No. 2 de la Universidad Autónoma de Guerrero, ubicado en el municipio de Cuajinicuilapa, Guerrero, México. Geográficamente situado a 16° 08’’ Latitud Norte y 98° 23’’ de Longitud Oeste, a una altitud de 50 msnm, predominando un clima cálido subhúmedo con lluvias en verano y cálido subhúmedo con lluvias en verano, con precipitación media anual de 1,200 mm y una temperatura promedio anual de 25°C 11.
Aspectos éticos. La búfala de agua donante del fluido ruminal para la obtención de los consorcios bacterianos celulolíticos se manejó de acuerdo con el reglamento interno de bioética y bienestar de la Universidad Autónoma de Guerrero, según la norma oficial NOM-062-ZOO-1999 12.
Medio de cultivo. El medio contenía 30 mL de fluido ruminal clarificado [líquido ruminal bovino fresco centrifugado 10 min a 12,857 x g y esterilizado (All American® 1941X, USA) 15 min a 121°C y 15 psi], 5 mL de solución mineral I [6 g K2HPO4 (J. T. Baker®) en 1000 mL de agua destilada], 5 mL de solución mineral II [6 g KH2PO4 (J. T. Baker®) + 6 g (NH4)2SO4 (J. T. Baker®) + 12 g NaCl (Meyer®) + 2.45 g MgSO4 (Meyer®) + 1.6 g CaCl-2H2O (Meyer®) en 1000 mL de agua destilada], 0.1 mL de resarzurina a 0.1% (Sigma-Aldrich®), 0.2 g de peptona de soya (MCD Lab®), 0.1 g de extracto de levadura (BD Bioxon®), 2 mL de solución cisteína-sulfido [2.5 g L-cisteína (Sigma-Aldrich®) en 15 mL de 2N NaOH (Meyer®) + 2.5 g de Na2S-9H2O (Meyer®) aforado en 100 mL de agua destilada], 5 mL de solución a 8% de Na2CO3 (J. T. Baker®) y 52.6 mL de agua destilada. El medio se esterilizó 15 min en autoclave a 121°C y 15 psi 4.
Consorcio bacteriano celulolítico. El fluido ruminal se obtuvo de una búfala de agua (Bubalus bubalis) mediante el uso de una sonda esofágica y se centrifugó 3 min a 1,157 x g (Metrix Velocity 14, USA). Previo al muestreo la búfala (500 Kg PV) permaneció en una pradera de Pangola (Digitaria decumbes) con una edad de rebrote de 56 d antes de recolectar las muestras, sin recibir complemento alimenticio. El sobrenadante del fluido ruminal se recuperó y en condiciones de una campana de bioseguridad (Labconco®, USA) se utilizó como inóculo. Nueve mL de medio de cultivo estéril se agregaron a tubos de ensaye (Pirex®, México; 18 x 150 mm) que contenían 0.05 g de pasto mulato (Brachiaria híbrido CV. CIAT 36087) con 65 d de rebrote estéril, bajo flujo de CO2, y se mantuvieron 24 h a 39°C en una incubadora (Ecoshel 9082, México) para verificar esterilidad. A cada tubo, por triplicado se agregó 1 mL de inóculo y se incubó 72 h a 39°C. Un mL de este medio inoculado se transfirió a otro tubo con medio y pasto estéril y se incubó 72 h a 39°C. Cinco transferencias se realizaron para obtener el CBC.
Preservadores. En viales serológicos (60 mL) se depositaron 27 mL de medio de cultivo con celobiosa (0.1% de medio; Sigma-Aldrich®) y carboximetilcelulosa (0.1% de medio; Meyer®) estéril bajo flujo constante de CO2, y se mantuvieron 24 h a 39°C para detectar esterilidad. Los viales se inocularon con 3 mL del producto obtenido de la quinta transferencia y se incubaron 72 h a 39°C. Los preservadores fueron: 1) SP, sin preservador, un vial inoculado como testigo; 2) CA, carbón activado como preservador, un vial inoculado con 1 mL de solución carbón activado (Hycel®) 30% (p/v; 30 g 100 mL-1 agua destilada); 3) LA, lactosa como preservador, un vial inoculado con 1 mL de solución lactosa (Meyer®) 30% (p/v; 30 g 100 mL-1 agua destilada) y; 4) MA, maltosa como preservador, un vial inoculado con 1 mL de solución maltosa (Meyer®) 30% (p/v; 30 g 100 mL-1 agua destilada). Los viales se inclinaron 25° para ampliar la superficie de contacto durante la liofilización y se congelaron hasta alcanzar -38°C, luego se liofilizaron a -49°C y 0.420 mBar por 24 h (Labconco® Freezone 6 L, USA).
Reactivación de los CBC. Nueve mL de medio de cultivo con celobiosa (0.1%) y carboximetilcelulosa (0.1%) estériles, se adicionaron con flujo de CO2 en tubos de ensaye estériles (18 x 150 mm) y se incubaron 24 h para detectar esterilidad. Diez tubos se inocularon con 0.05 g de liofilizado de SP, CA, LA o MA, con flujo de CO2 y se incubaron 72 h a 39°C. Posteriormente, en viales serológicos (120 mL) estériles se agregaron 45 mL de medio de cultivo con celobiosa (0.1%) y carboximetilcelulosa (0.1%) estériles, con flujo de CO2 y se incubaron 24 h para detectar esterilidad. Estos se inocularon con 5 mL de un CBC reactivado (SP, CA, LA o MA) y se incubaron 48 h a 39°C para producir el inóculo usado en la prueba de producción de gas in vitro.
Producción de gas in vitro. El sustrato fue pasto mulato que se cosechó a los 63 d de rebrote y se deshidrató a 60°C hasta peso constante en una estufa (Felisa® FE-293A, México). El tamaño de partícula se redujo en un molino Thomas-Wiley Mill (Thomas Scientific®, Swedesboro, NJ, USA) con criba de 1 mm. En el sustrato se cuantificó proteína cruda (PC), cenizas (Ce) y materia orgánica (MO) según AOAC 13; además, fibra detergente neutro (FDN) y fibra detergente ácido (FDA) con la metodología de ANKOM Technology Method según Van Soest et al 14 (Tabla 1).
El biodigestor fue un vial serológico de vidrio (120 mL) con 0.5 g de pasto mulato y 45 mL de medio de cultivo. Los biodigestores se mantuvieron en condiciones anaeróbicas con CO2, se sellaron herméticamente con un tapón de neopreno (20 mm Ø) y con un arillo de aluminio. Después, estos se esterilizaron 15 min a 121°C y 15 psi, y se incubaron 24 h a 39°C para verificar esterilidad 15. Los biodigestores se inocularon con SP, LA, MA o CA (10 repeticiones independientes) y se incubaron 72 h a 39°C. La producción de biogás se midió a las 6, 12, 24, 48 y 72 h de incubación 16, mediante el desplazamiento del émbolo de una jeringa de vidrio (50 mL; BD Yale®, Brasil). Además, a las 24, 48 y 72 h de incubación se registró pH y se cuantificó bacterias totales, nitrógeno amoniacal, actividad celulasas, degradación de materia seca y degradación de fibra detergente neutro.
pH. El pH del medio se registró con un potenciómetro (Hanna® HI2211, Italia; calibración: pH 7 y 4).
Conteo de bacterias totales. Un mL del medio obtenido de la parte media del biodigestor se mezcló con 0.25 mL de formaldehido (Sigma-Aldrich®) al 10% en un tubo de ensayo. La cantidad de bacterias totales se calculó por conteo directo en una cámara Petroff-Hausser 4,15.
Nitrógeno amoniacal (N-NH3). Un mL del medio contenido en el biodigestor se mezcló con 0.25 mL de ácido metafosfórico (Meyer®) al 25% (proporción 4:1), la mezcla se centrifugó 25 min a 3,500 x g y el sobrenadante se recuperó en viales de 2 mL. Un volumen de 20 µL del sobrenadante se mezcló con 1 mL de solución fenol [10 mg de Na2[Fe(CN)5NO]*2H2O (Meyer®) + 10 g de cristales de fenol (Meyer®) aforado en 1000 mL de agua destilada] y 1 mL de solución de hipoclorito [7.5 g de NaOH (Reasol®) + 21.3 g de Na2HPO4 (Meyer®) + 15 mL de hipoclorito (5%; Reasol®), aforado a 1000 mL con agua destilada]. La mezcla se incubó 30 min a 37°C en baño María. Posteriormente, 5 mL de agua destilada se adicionaron para diluir la muestra y se mezcló con un agitador tipo vórtex (Genie 2 G-560, USA). La absorbancia se midió a 630 nm en un espectrofotómetro UV-VIS (Jenway® 6850, USA) calibrado con un método (r2=0.9994) de concentración de nitrógeno amoniacal según McCullough 17.
Actividad enzimática de celulasas. Esta se midió con la concentración de azúcares reductores con el método del DNS (18). Dos mL del medio de cultivo se centrifugaron por 25 min a 9,710 x g y 4°C y el sobrenadante se usó como extracto enzimático. El sustrato fue carboximetilcelulosa (Meyer®) al 0.5% (2.5 g de carboximetilcelulosa en 500 mL de amortiguador de citratos 50 mM y pH 4.8). La curva estándar se preparó con una solución de glucosa 10 mM [0.18 g de dextrosa (Merk®) 100 mL-1 de amortiguador de citratos 50 mM y pH 4.8] (r2 = 0.9994). La mezcla de reacción para cada muestra contenía 1.8 mL de sustrato y 0.2 mL de extracto enzimático. La incubación fue en tubos de ensayo por duplicado por 60 min a 50°C, se agregaron 3 mL de DNS y las muestras se hirvieron 5 min e inmediatamente se enfriaron en un recipiente con hielo y la absorbancia se midió a 540 nm. Un blanco se preparó para cada muestra con 1.8 mL de sustrato, se incubó 60 min a 50 °C, se agregaron 3 mL de DNS y 0.2 mL de extracto enzimático, se hirvió por 5 min, se depositó en un recipiente con hielo y la absorbancia se midió a 540 nm. La unidad (U) se definió como la cantidad de enzima que libera 1 µmol min-1 de glucosa en las condiciones de reacción mencionadas.
Degradación de la materia seca (DMS) y de la fibra detergente neutro (DFDN). La muestra residual del biodigestor se filtró en bolsas ANKOM® 541 con peso constante y la humedad se eliminó a 60°C por 24 h en un horno de secado. La DMS se calculó con la formula DMS (%) = (muestra inicial - muestra residual / muestra inicial) * 100 16. Las bolsas ANKOM® se sellaron con calor y se determinó el contenido de FDN (14). El porcentaje de degradación de la FDN (% DFDN) se calculó con la formula DFDN (%) = (FDN inicial - FDN residual / FDN inicial) * 100 16.
Análisis de resultados. Para la producción de biogás parcial a las 6, 12, 24, 48 y 72 h, y producción acumulada a las 72 h (10 muestras independientes) se usó un diseño completamente al azar. Las medias se compararon con la prueba de Tukey (p≤0.05). El modelo estadístico utilizado fue: Yij = μ + τi + εij; donde: Yij = Variable de respuesta en el i-ésimo preservador y j-ésima repetición; μ = Media general; τi =Efecto del i-ésimo preservador; εij = Error aleatorio, el cual se distribuye normalmente con media 0 y varianza σ2.
Para actividad enzimática de celulasas (3 muestras independientes), DMS, DFDN (6 muestras independientes), N-NH3, conteo de bacterias (5 muestras independientes) y pH (10 muestras independientes) se usó un diseño completamente al azar con arreglo factorial 4 x 3, considerando como factores a los preservadores (SP, CA, LA y MA) y tiempo de fermentación (24, 48 y 72 h). Las medias se ajustaron por mínimos cuadrados usando el PROC LSMEANS de SAS®19 y se compararon con la prueba de Tukey ajustada. El modelo estadístico fue Yijk = µ + Ai + Bj + ABij + εijk; donde Yijk = variable de respuesta; µ = media general; Ai = efecto del factor preservador; Bj = efecto del factor tiempo de incubación; ABij = efecto de la interacción entre preservador y tiempo de incubación; εijk = error aleatorio.
RESULTADOS
El preservador LA produjo mayor biogás acumulado (p≤0.05) a las 72 h. La producción de biogás de LA y CA fue 31.9 y 16.8% superior (p≤0.05) a SP (testigo). MA y SP no presentaron diferencias (p>0.05) en la producción de biogás acumulada a las 72 h (Tabla 2). En la producción parcial, CA produjo mayor (p≤0.05) biogás a las 6 h, pero LA produjo mayor (p≤0.05) biogás que el resto de los preservadores a partir de las 12 h (Tabla 2). LA aumentó 52.3 y 81.8% la producción de biogás a las 48 y 72 h (p≤0.05), con respecto a SP; CA no fue diferente (p>0.05) a SP a las 48 y 72 h; mientras, MA aumentó (p≤0.05) 19.4 y 39.5% a las 48 y 72 h de incubación (Tabla 2).
a,b,c Medias en una columna con distinta literal son diferentes (p≤0.05).
EEM = error estándar de la media.
La tabla 3 muestra el valor de p de los factores principales y su interacción; ya que la fermentación in vitro se realizó a diferentes tiempos para ver los cambios conforme aumentaba el tiempo de fermentación (Tabla 4). El SP no mostró diferencias (p>0.05) en la degradación de la materia seca en los tiempos de fermentación evaluados (Tabla 4). Todos los preservadores (SP, LA, MA y CA) no tuvieron diferencias (p>0.05) en la DMS a las 72 h de incubación. Los preservadores SP, CA, LA y MA no presentaron diferencias (p>0.05) en la degradación de la FDN (DFDN) a las 24, 48 y 72 h (Tabla 4), promediando 3.7, 5.0 y 6.4% DFDN, respectivamente.
&Las variables presentaron interacción significativa preservador tiempo de incubación (p≤0.05).
a,b,c,d,e Medias en una columna con distinta literal son diferentes (p≤0.05).
DMS=degradación de la materia seca; DFDN=degradación de la fibra detergente neutro; N-NH3, nitrógeno amoniacal; EEM = error estándar de la media.
A las 24 h de incubación, todos los preservadores no presentaron diferencias (p>0.05) en el contenido de N-NH3 en los biodigestores (Tabla 4), promediando una concentración de 18.8 mg dL-1. La concentración de N-NH3 no presento diferencias (p>0.05) entre las 48 y 72 h de los preservadores SP, CA y LA. Esta concentración representó un aumento (p≤0.05) de 24.0, 6.5 y 25.19% respecto a las primeras 24 h de incubación de SP, CA y LA, respectivamente. Con MA, la concentración incremento (p≤0.05) conforme aumento el tiempo de incubación.
La actividad enzimática de celulasas no mostró diferencias entre preservadores (p>0.05), promediando 90.33 mU mL-1. En contraste, por tiempo de incubación, a las 24 h se observó 3.6% mayor (p≤0.05) actividad celulasas que a las 48 h; mientras, a las 72 h la actividad no mostró diferencias (p>0.05) con el resto de los tiempos de incubación (Tabla 5).
&Las variables no presentaron interacción significativa preservador tiempo de incubación (p>0.05).
a,b,c Medias en una columna con distinta literal son diferentes (p≤0.05).
Celulasas = actividad enzimática celulasas; [B] = conteo total de bacterias; EEM = error estándar de la media.
En el conteo total de bacterias, SP no presentó (p>0.05) diferencias con los otros preservadores (Tabla 5). Sin embargo, dicho conteo aumento (p≤0.05) 166.8% de las 24 a 48 h de incubación, así como 74.7% de las 48 a las 72 h (p≤0.05; Tabla 5). Finalmente, el pH osciló entre 6.91 y 6.98, valores cercanos a la neutralidad sin diferencias entre preservadores (Tabla 5).
DISCUSIÓN
La preservación de microorganismos sirve en muchos campos de investigación y la consistencia genética es crucial para las bacterias utilizadas 3. La producción parcial de biogás indica cómo se fermentan los carbohidratos, ya que en las primeras 24 h se fermenta el contenido celular y a partir de las 24 h se fermentan los carbohidratos estructurales 15. Resultados superiores a los observados por todos los preservadores en el presente estudio fueron publicados por Herrera-Pérez et al 15; quienes reportaron una producción acumulada de 103.4 mL g-1 MS, en pasto cobra inoculado con un consorcio de bacterias celulolíticas de búfala de agua. Estos valores de producción de biogás se atribuyen a los nutrientes disponibles 20 en los pastos mulato y cobra, eficiencia de uso de los pastos por los microorganismos, al origen de los consorcios bacterianos celulolíticos ruminales y densidad de los microorganismos presentes 21.
Además, las diferencias en la producción de biogás parcial entre el SP y lo reportado por Herrera-Pérez et al (15; 61.7, 14.3, 6.7, 11.2 y 9.5 mL g-1 MS a las 9, 12, 24, 48 y 72 h, respectivamente) y los niveles de DMS de SP, se asume a que en este estudio son CBC reactivados después de una liofilización; ya que esta técnica puede dañar estructuras de la pared celular, la membrana celular y el ADN lo que generó una disminución de la viabilidad celular 3 cuando se reactivaron los CBC; mientras, Herrera-Pérez et al 15 usaron CBC sin liofilizar. Esto contrasta, si se comparan los datos de Herrera-Pérez et al 15 con el preservador LA, dado que la producción parcial de LA fue mayor a partir de las 24 h, porque la lactosa estabiliza las membranas celulares debido a la diferencia en la temperatura de transición vítrea 2 e inhibe cambios de fase perjudiciales a baja hidratación 6.
Ninguno de los preservadores evaluados mejoró la capacidad de degradación de la materia seca (DMS), contrario a lo publicado por otros autores 2,3,5,6,7,8, quienes mencionan que la adición de sustancias preservadoras protege a las bacterias durante la congelación y desecación del proceso de liofilización. Sin embargo, el uso de estos protectores solo se ha estudiado en cuanto a la viabilidad de las bacterias, sin reportes sobre sus efectos variables de la fermentación in vitro, como los reportados en el presente estudio. Así, LA aumentó (p≤0.05) 8.3% la DMS entre las 24 y 72 h de incubación; mientras, CA aumentó (p≤0.05) la DMS en 10.1% de las 24 a las 48 h de incubación. Esto es importante, porque a partir de las 24 h se da la fermentación de los carbohidratos estructurales 15 y en el presente estudio se evaluaron CBC, los que mejoraron la DMS a partir de las 24 h (Tabla 3). Resultados superiores a los preservadores SP, LA, MA, CA a las 72 h fueron publicados por Herrera-Pérez et al 15 y Sánchez-Santillán et al 4, quienes reportaron 29.65% de DMS en pasto cobra inoculado con un CBC, 32.75% de DMS en papel Whatman® + celulosa cristalina inoculado con un CBC liofilizado con carbón activado como preservador. Esto se asume al origen y tipo de CBC, conformación de la población microbiana del CBC, especie donadora para la obtención de los CBC y la composición nutritiva del sustrato 20.
La lactosa, carbón activado y maltosa como preservadores en la liofilización de un CBC no mejora ni disminuye la DFDN cuando se reactiva el CBC para fermentar in vitro al pasto mulato. Sin embargo, la tasa de degradación de las 24 a las 72 h de incubación aumentó 6.7, 89.1, 91.1, 169.4% en los preservadores MA, SP, LA y CA, respectivamente. Resultados superiores fueron reportados por Herrera-Pérez et al 15 en pasto cobra (10.67%) e inferiores en rastrojo de maíz (3.94%) inoculados con un CBC obtenido de una búfala de agua. Los niveles de degradación de la materia seca y de la fibra detergente neutro por los CBC se atribuye a la necesidad de interactuar con otros microorganismos mediante alimentación cruzada 4,15,22 y la capacidad de represión catabólica por la presencia de glucosa u otros compuestos en el medio que inhiben la síntesis enzimática 15,23; ya que, al cultivarse con bacterias ruminales se mejoró la capacidad de degradación de los CBC 15.
Russell et al 24 y Carro et al 25 reportan que las bacterias celulolíticas utilizan como única fuente nitrogenada el nitrógeno amoniacal (N-NH3) y la concentración depende de la degradabilidad de las fracciones nitrogenadas que componen la dieta 26; al usar únicamente el pasto mulato, peptona de soya y extracto de levadura en los biodigestores, los niveles de N-NH3 se asumen al comportamiento de los CBC (Tabla 4) durante las 72 h de incubación. De modo que, el uso de lactosa y maltosa como preservadores de los CBC no afectaron la concentración de N-NH3 conforme aumento (p≤0.05) el tiempo de incubación; en contraste, el carbón activado disminuyó la concentración. Cabe destacar, la concentración de N-NH3 de todos los preservadores en los tiempos evaluados (Tabla 4) se mantiene dentro del rango reportado por Chandrasekharaiah et al 27. Resultados similares fueron reportados por Herrera-Pérez et al 15 y mayores a Chanthakhoun et al 28; quienes publicaron una concentración de 18.26 mg dL-1 en biodigestores que contenían pasto cobra inoculado con CBC obtenido de búfala de agua 15; y 14.7 mg dL-1 en rumen de búfalos alimentados con paja de arroz y 0.3% del peso corporal de un concentrado 28.
La producción de enzimas celulasas y conteo total de bacterias por CBC liofilizados y reactivados no se afectó con el uso de lactosa, maltosa o carbón activado como preservador. Resultados superiores fueron reportados por Otajevwo y Aluyi 29 y Poszytek et al 9; quienes publicaron una actividad de 5.32 U mL-1 por Clostridium thermocellum incubadas a 37°C y pH de 7.2 29; así como, 0.38 U mL-1 por Providencia sp. incubada a 37°C por 24 h 9. Una explicación del bajo rendimiento de la celulasa en el presente estudio puede asumirse a las condiciones de fermentación anaerobia 29 porque la temperatura y pH son aspectos importantes en la hidrólisis de la celulosa y producción de celulasas 9, tipo y composición del sustrato del que preceden los CBC 29 y tiempo de incubación del método para determinar actividad enzimática 30.
El aumento de la población de bacterias estimada en los diferentes tiempos de incubación evaluados es por la proliferación de bacterias celulolíticas a partir de las 24 h, las cuales fermentan los carbohidratos estructurales 15 y el inóculo usado en el presente estudio fue un CBC. Sin embargo, la población microbiana se contradice con la actividad de celulasas, pues no aumentó la cantidad de celulasas conforme aumentó la población de bacterias. El crecimiento de la población bacteriana en el presente estudio también se puede asumir a los valores de pH determinados, permitiéndoles un correcto funcionamiento, dado que en pH inferiores a 6.0 se inhibe su actividad enzimática 15,10. Herrera-Pérez et al 15 publicaron valores similares en pH y conteos totales de bacterias inferiores al presente estudio, en pasto cobra y rastrojo de maíz inoculados con CBC.
La lactosa puede usarse como preservador de consorcios bacterianos celulolíticos ruminales dados los resultados en producción parcial y acumulada de biogás, y el aumento en la tasa de degradación de la DMS y DFDN de las 24 a 72 h (p≤0.05), sin cambios en el contenido de N-NH3, pH del medio y conteo total de bacterias respecto al CBC testigo. Sin embargo, la maltosa y el carbón activado como preservadores de consorcios bacterianos celulolíticos ruminales presentaron resultados positivos en ciertas variables de la fermentación in vitro comparado con los consorcios bacterianos celulolíticos que no se adicionó un preservador, lo que demanda mayores estudios sobre el uso de preservadores en bacterias celulolíticas ruminales.