JUAN CARLOS ÁLVAREZ-HERNÁNDEZ¹, HIPÓLITO CORTEZ-MADRIGAL², IGNACIO GARCÍA-RUIZ², LUIS FERNANDO CEJA-TORRES² y JUAN FRANCISCO PÉREZ-DOMÍNGUEZ³

¹ Profesor-Investigador. M.C. Escuela de Ciencias Agropecuarias, Universidad Michoacana de San Nicolás de Hidalgo, Mariano Jiménez s/n, colonia el varillero Apatzingán, Michoacán México. C. P. 60660. Tel. y Fax (453) 53 4 16 75. jcalvarezh@yahoo.com.mx. Autor para correspondencia.

² Profesor-Investigador. Dr., M. C. Dr. Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional del Instituto Politécnico Nacional, Unidad Michoacán, Justo Sierra No. 28 Jiquilpan Michoacán, México C. P. 59510. Tel. y Fax. (353) 53 3 02 18.

³ Investigador. Dr. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales Agrícolas y Pecuarias. Campo Experimental Centro-Altos de Jalisco. Apartado postal 79 C.P. 47800 Ocotlán, Jalisco, México.

El jitomate Solanum lycopersicum Linneo, 1753 (= Lycopersicon esculentum Miller, 1768) es nativo del trópico americano, entre Ecuador y Perú (Peralta et al. 2005) y posteriormente distribuido a Colombia, Bolivia y México; en este último país se considera fue domesticado el jitomate (Pérez et al. 1997). Con cerca de 17 especies de insectos fitófagos, el jitomate es uno de los cultivos que presentan el mayor número de plagas (King y Saunders 1984); entre ellas, destacan la mosca blanca Bemisia tabaci Gennadius, 1889 (Hemiptera- Sternorryncha: Aleyrodidae) y el psilido Bactericera (=Paratrioza) cockerelli (Sulc, 1909) (Hemiptera-Sternorryncha: Psyllidae) conocida popularmente como Paratrioza (Liu y Trumble 2004; Morales et al. 2005). La forma de enfrentar los problemas de plagas descansa básicamente en el uso de plaguicidas organosintéticos, estrategia con fuerte impacto negativo en el ambiente, lo que ha conducido a la búsqueda y desarrollo de alternativas ecológicas (Van Lenteren 2005; Alba et al. 2009).

Una estrategia ampliamente recomendada y estudiada en el manejo integrado de plagas es la resistencia vegetal (Kogan 1990) y se ha documentado que la principal fuente de resistencia a plagas y enfermedades se encuentra en los parientes silvestres de cultivos (Hoyt 1992; Pérez et al. 1997). Como planta nativa de América, los parientes silvestres del jitomate se encuentran en ese continente (Peralta et al. 2005). En México desarrolla una amplia variabilidad de ecotipos silvestres de S. lycopersicum var. cerasiforme (Dunal) D. M. Spooner, G. J. Anderson and R. K. Jansen, 1993, presumiblemente con resistencia a algunas plagas del cultivo (Liu y Trumble 2004; Sánchez-Peña et al. 2006), aspecto de utilidad para el mejoramiento del cultivo; sin embargo, el mejoramiento genético mediante hibridación suele ser lento y costoso, por lo que una alternativa pudiera ser la técnica del injerto. Fue precisamente un injerto el primer caso documentado sobre resistencia vegetal a plagas de insectos: la vid europea (Vitis vinifera Linneo, 1753) injertada sobre patrones de vid silvestre americana ha proporcionado desde 1890 resistencia hacia Dactylosphaera (=Phylloxera) vitifoliae (Fitch, 1854) (Kogan 1990).

En los últimos años, el injerto ha despertado interés en cultivos de hortalizas como pepino, melón, sandia, chile, berenjena y jitomate (Lee 2003). La técnica ha sido útil en la inducción de resistencia a patógenos del suelo y al ataque de insectos que atacan a nivel de portainjerto (Cañizares y Goto 1998); en jitomate, el injerto se ha utilizado para inducir resistencia a enfermedades fungosas (Lee 2003) y bacterianas (Nakaho et al. 2004; Coutinho et al. 2006) y a los nematodos Meloidogyne javanica Chitwood, 1949, M. incognita Kofoid y White, 1919 y M. arenaria Roberts y Thomason, 1989 (Heteroderidae) (Williamson 1998; Verdejo-Lucas y Sorribas 2008), pero poco se ha documentado sobre la incidencia de plagas foliares en injertos. Adicionalmente, en México son escasos los trabajos relacionados con injertos de hortalizas y su resistencia a plagas y enfermedades, aunque hay indicios que mediante esa técnica es posible transferir resistencia a plagas foliares del cultivo (Cortéz-Madrigal 2008). Por lo anterior, el objetivo del estudio fue evaluar la incidencia de insectos fitófagos en injertos de jitomate sobre diversos ecotipos de S. lycopersicum var. cerasiforme nativos de Michoacán, México.

Producción de plántulas e injertos. Las semillas se sembraron en charolas de unicel con 200 cavidades, llenas con sustrato Sunshine^® (SunGro Horticulture, Canadá) previamente humedecido con agua. Dado el más rápido desarrollo del jitomate, se estableció primero el tinguaraque con un desfasamiento de 30 días con el fin de uniformizar el diámetro del tallo patrón/injerto. La fertilización se basó en la fórmula 17-17-17 (nitrógeno-fósforo-potasio) en dosis de 5 g/L de agua.

Se seleccionaron plántulas del porta injerto con 5-6 hojas (45 días de edad) y las del injerto con 3-4 hojas verdaderas (15 días), con diámetros de tallo similar. En ambos tallos y arriba de las hojas cotiledonales se practicó un corte horizontal mediante una hoja de afeitar y rápidamente se insertó en el porta injerto una mina de grafito (0,5 mm), enseguida se introdujo la parte del injerto hasta hacer contacto con el patrón. Inmediatamente las plantas injertadas se colocaron en cámara húmeda (100% de humedad), a 25 ± 1ºC y un fotoperíodo 12:12 hr. Luz: obscuridad. Transcurridos siete días, las plantas se mantuvieron a temperatura ambiente por cinco días para su aclimatación y posterior trasplante en campo.

Establecimiento en campo. Previo a la plantación, se practicó un análisis físico-químico del suelo en el Laboratorio de Suelos del Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional-Instituto Politécnico Nacional, unidad Michoacán, Jiquilpan, Mich., México. Dado que las altas temperaturas de Apatzingán solo permiten la producción de jitomate en épocas templadas del año, el cultivo se estableció el 4 de noviembre del 2007 en un área de 468 m2, con un espaciamiento entre surcos de 1 m y 0,6 m entre planta, con un máximo de 20 plantas por surco. Se estableció un sistema de riego por goteo, con una periodicidad de 3-4 días, dependiendo del desarrollo fenológico del cultivo; la intensidad de riego siempre fue de 30 min. La fertilización se basó en la fórmula 17-17-17 (nitrógeno, fósforo, potasio). Como el tinguaraque es de hábito indeterminado, para facilitar los muestreos se practicaron podas, de modo que solo se mantuvo el tallo principal. No se utilizaron plaguicidas durante el ciclo del cultivo y las pocas malezas que emergieron se controlaron en forma manual.

Se conformaron 13 tratamientos: cinco tinguaraques (ChAp, GAp, Ac, LR y Jiq) más el ecotipo silvestre Tabasco (Tab); sus correspondientes injertos (I-ChAp, I-GAp, I-Ac, I-LR, I-Jiq e I-Tab) con jitomate cv. “Toro^®” y, finalmente, el jitomate sin injertar como testigo. Los tratamientos se establecieron bajo un diseño de bloques completamente al azar, con tres repeticiones y de ocho a 20 plantas por repetición, lo que dependió del grado de prendimiento del injerto.

Muestreo de insectos. Para conocer el tamaño de muestra se practicó un muestreo preliminar y se aplicó la fórmula descrita por Southwood (1976). Sin embargo, dada la baja población de insectos al inicio, la muestra fue tan grande que solo se consideró el 50% de las plantas, lo que resultó en ocho plantas/repetición. Lo anterior fue consistente con el tiempo máximo dedicado a muestrear (7-10 a.m.); un mayor número de plantas incrementaba los tiempos y la alta movilidad de los insectos después de las 10 a.m. dificultaba el muestreo.

Mediante muestreos semanales (14) se registraron los insectos fitófagos en los diferentes tratamientos. Dada la fragilidad del injerto durante los cuatro primeros muestreos, el registro de los insectos fue visual. A partir de la etapa de floración, para los adultos de mosca blanca, áfidos y psilidos se utilizó un plato de unicel de 24,5 x 40 cm impregnado con aceite vegetal; cinco sacudidas de la planta dirigida hacia el plato y el posterior conteo de los insectos adheridos fue la metodología utilizada. Para ninfas de mosca blanca, psílidos y sus oviposturas y larvas de minador los muestreos continuaron en forma visual. Las variables respuesta fueron: número de adultos/planta de mosca blanca, psílidos y áfidos; número de ninfas de mosca blanca por foliolo y número de foliolos por planta con oviposturas y ninfas del psílido.

En cada fecha de muestreo se coleccionaron especimenes en alcohol 75% para su posterior identificación y los inmaduros del minador fueron criados en laboratorio hasta la obtención de adultos. La identificación se hizo mediante claves dicotómicas e información de literatura especializada (García 1981; Blackman y Eastop 1984; University of California 1990; Ortega 1995; Al-Jabr 1999; Peña-Martínez et al. 2001; Morales et al. 2005; Hodges y Evans 2005; Evans 2008).

Análisis de datos. Los datos fueron transformados a log (x+1) y procesados mediante un análisis de varianza (ANAVA) bajo un diseño en bloques repetidos en el tiempo (Brinkman y Gardner 2001), en donde las repeticiones fueron las fechas de muestreo. Para todos los casos se utilizó el paquete estadístico “Statistical Analysis System” 6.3 (SAS INSTITUTE 1997).

Incidencia de insectos fitófagos. Las especies de insectos registradas fueron: mosca blanca B. tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), el complejo de áfidos del género Aphis, principalmente Aphis gossypii Glover, 1877 (Hemiptera: Aphididae), y el psílido B. cockerelli (Hemiptera: Psyllidae). Además, en menor abundancia se registraron el minador Liriomyza sativae Blanchard, 1938 (Diptera: Agromyzidae) y Diabrotica undecimpunctata Howardi Barber, 1947 (Coleoptera: Chrysomelidae). Por las bajas poblaciones de estos últimos, el análisis estadístico solo se practicó para mosca blanca (adulto y ninfa), el complejo de áfidos y el psílido (adulto y huevecillo).

Mosca blanca. Para los adultos, el análisis estadístico mostró diferencias significativas (F = 3.44; g.l. = 12; P = 0.0002), en donde la menor incidencia ocurrió en el injerto GAp (13.14 ± 7.18), mostrando solo diferencias con el tinguaraque de fruto pequeño Ac (18.28 ± 9.92), los de fruto grande Tab (17.62 ± 7.43) y GAp (16.56 ± 6.21). No se observaron diferencias de los injertos con la variedad comercial sin injertar (Tabla 1). Por el contrario, la incidencia de ninfas de mosca blanca mostró diferencias significativas (F = 5.10; g.l. = 12; P = 0.0001). La menor incidencia de ninfas se registró en tinguaraques de fruto pequeño (ChAp, LR, Ac y Jiq), y la mayor incidencia en la variedad cultivada de jitomate y los ecotipos silvestres de fruto grande (Tab y GAp). Los injertos mostraron una respuesta intermedia, en donde destacaron los tratamientos I-GAp e I-ChAp, con diferencias significativas frente a la variedad cultivada (Tabla 1).

B. cockerelli. La incidencia de adultos y huevecillos del psílido mostró diferencias significativas (F = 3.74; g.l.= 12; P = 0.0001) y (F = 2.99; g.l. = 12; P = 0.0009), respectivamente. Los tratamientos con menor incidencia de adultos fueron los injertos y los ecotipos silvestres, en donde destacaron IChAp e I-GAp, con medias de 1,37 adultos para cada uno. Contrariamente, la mayor incidencia de adultos se presentó en los ecotipos de fruto grande Tab, GAp, y en la variedad comercial (Jit), con valores medios que fluctuaron desde 2.26 ± 1.99 hasta 2.50 ± 2.33 adultos. Para la variable foliolos con oviposturas solo se detectaron diferencias entre los tratamientos Tab (1.81 ± 1.46) e I-ChAp (1.09 ± 0.92), aunque este último no difirió del tratamiento I-GAp (Tabla 1). El análisis estadístico para ninfas del psílido no mostró diferencias significativas entre tratamientos.

Complejo de áfidos. Similar a lo ocurrido con ninfas de mosca blanca, la incidencia de áfidos reveló diferencias significativas entre tratamientos (F = 6.20; g.l. = 12; P = 0.0001). La menor incidencia se registró en el tratamiento I-GAp (1.52 ± 1.22) junto con los tinguaraques de fruto pequeño; la mayor incidencia se registró en el cultivar comercial (4.82 ± 5.22) sin mostrar diferencias con los tinguaraques de fruto grande. La mayoría de los injertos mostraron una respuesta intermedia, con medias poblacionales que fluctuaron desde 2.25 ± 2.18 en el I-ChAp hasta 2.34 ± 2.3 en el I-Jiq (Tabla 1).

Los insectos registrados corresponden a plagas documentadas en el cultivo del jitomate (García 1981; King y Saunders 1984); sin embargo, fue claro que los niveles poblacionales variaron entre los tratamientos, en donde los materiales silvestres catalogados como de fruto pequeño (ChAp, Ac, LR y Jiq) tuvieron la menor incidencia de mosca blanca, áfidos y paratrioza en comparación con la registrada en el cultivar comercial y los ecotipos silvestres de fruto grande (GAp y Tab). Trabajos previos documentan resistencia de S. lycopersicum var. cerasiforme a B. tabaci , B. cockerelli y áfidos (Sánchez-Peña et al. 2006; Cortéz-Madrigal 2008), además de plagas como los minadores del género Liriomyza (Liu y Trumble 2004; Cortéz-Madrigal 2008). En nuestro trabajo las poblaciones de minadores fueron tan bajas que no logramos conformar un análisis comparativo.

El hecho de que los materiales injertados hayan manifestado una menor incidencia de plagas que el cultivar comercial sin injertar sugiere que de alguna manera el injerto favoreció la tolerancia del material comercial hacia las plagas registradas. La incidencia de insectos en los injertos fue hasta tres veces menor que en el jitomate sin injertar; sin embargo, se desconocen los mecanismos involucrados en esa tolerancia. Se sabe que los principales mecanismos de resistencia a plagas en jitomate dependen de la densidad y tipo de tricomas, en donde se han distinguido siete tipos de ellos, incluyendo tricomas glandulares y no glandulares (Simmons y Gurr 2005); los primeros, están involucrados en la producción de aleloquímicos como acilazúcares (Mutschler et al. 1996; De Resende et al. 2008), zingiberenos (Freitas et al. 2002) y decanonas (Muigai et al. 2002), sustancias que producen repelencia o mortalidad en insectos. De igual manera, los tricomas no glandulares juegan un papel importante como barreras físicas en el establecimiento y desarrollo de algunos insectos (Eigenbrode y Trumble 1993; Wagner et al. 2004). En soya, por ejemplo, la densidad de tricomas influyó en el comportamiento de prueba de varias especies de áfidos, por lo que la dispersión de los virus en campo estuvo negativamente correlacionada con la densidad de tricomas (Harris y Maramorosch 1980).

Los tricomas, principalmente glandulares, son generalmente más abundantes en especies silvestres que en las cultivadas (Sánchez-Peña et al. 2006; Simmons et al. 2006), y en algunos casos se ha registrado una importante correlación entre incidencia de fitófagos y densidad de tricomas (Simmons et al. 2004; Alba et al. 2009). Sin embargo, en otros casos la producción de aleloquímicos no ha correlacionado claramente con la densidad de tricomas, lo que sugiere que mecanismos de resistencia independientes de los tricomas estén involucrados (Nombela et al. 2000; Muigai et al. 2002), en donde el pH de la hoja sería uno de los principales factores involucrados; se ha documentado, por ejemplo, que B. tabaci prefiere hojas de algodón con pH entre 6-7.25 (Berlinger 1983).

Aunque en nuestro estudio no evaluamos la densidad de tricomas ni sustancias involucradas, se sabe que los materiales silvestres de S. lycopersicum var. cerasiforme tienen mayor densidad de tricomas que las variedades cultivadas, lo que les confiere una mayor tolerancia a plagas como mosca blanca (Sánchez-Peña et al. 2006), tal como ocurrió con la respuesta de los materiales silvestres de jitomate aquí evaluados. Para el caso de los injertos, pudiera pensarse que sustancias secundarias antiherbivoros son sintetizadas en el patrón silvestre y desde ahí translocadas hacia el injerto susceptible; sin embargo, algunos de los injertos con menor incidencia de plagas estuvieron conformados por patrones en cuyo material silvestre ocurrió la mayor incidencia de insectos, un ejemplo fue el injerto GAp que mostró la menor incidencia de plagas, pero el tinguaraque GAp fue uno de los tratamientos más susceptibles. Por lo anterior, la tolerancia de los injertos a insectos pudiera ser multifactorial, tal como ha sido señalado por otros autores (Muigai et al. 2002), por lo que estudios futuros deben enfocarse a dilucidar los mecanismos involucrados en la tolerancia de los injertos de jitomate sobre S. lycopersicum var. cerasiforme.

La resistencia de los parientes silvestres del jitomate ha sido aprovechada para obtener cultivares con resistencia a plagas y enfermedades, principalmente mediante la hibridación (Casteel et al. 2006; Restrepo et al. 2008), más lenta y cara que el desarrollo de injertos. Aunque el uso de injertos en hortalizas para inducir resistencia a plagas y enfermedades es una práctica común en países desarrollados (Lee 2003; Nakaho et al. 2004; Verdejo-Lucas y Sorribas 2008), en los países como México, se ha explorado poco así como su uso para explorar resistencia a plagas y enfermedades. Nuestros resultados demuestran que mediante injertos se conformaron nuevos grupos de plantas (injertos) con menor incidencia de plagas foliares respecto al jitomate sin injertar; algunos de los mejores tratamientos fueron injertos, lo que es congruente con los resultados de Cortéz-Madrigal (2008) para el tinguaraque Jiquilpan, jitomate cv Rio Grande® e injerto de ambos, en donde los tratamientos menos susceptibles fueron tinguaraque, injerto y jitomate en ese orden.

Aunque mediante el injerto no se redujo en su totalidad el daño por insectos (datos sin publicar), es importante considerar que su acción fue sobre varias especies, algunas de ellas consideradas plagas clave del cultivo. Además de los insectos, estudios complementarios documentaron la tolerancia de los injertos hacia algunas enfermedades, consecuentemente, el rendimiento tendió a ser mayor en injertos que en jitomate sin injertar (datos sin publicar). Es incuestionable que el uso de injertos por si solo no es suficiente para solucionar el problema de plagas y enfermedades en jitomate y que debe ser considerado como parte de una herramienta del manejo integrado de plagas. Otras estrategias de control deben ser consideradas, en donde los métodos ecológicos son prioritarios.

Al Consejo Estatal de Ciencia y Tecnología del Estado de Michoacán (COECYT-Michoacán) y a la Secretaría de Investigación y Posgrado del Instituto Politécnico Nacional (SIPIPN) por el apoyo económico brindado para la realización de la presente investigación.

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