SANIDAD VEGETAL Y PROTECCIÓN DE CULTIVOS

¹ Ing. Agropecuaria. Medellín, Colombia. vivigaviria_87@hotmail.com
² I.A. MSc. Docente-investigador. Politécnico Jaime Isaza Cadavid. Medellín, Colombia. luisferph@gmail.com
³ I.A. MSc. Fitopatología. Investigadora Agrícola. Corpoica C.I. La Selva, Rionegro, Colombia. asaldarriaga@corpoica.gov.co

Fecha de recepción: 19-02-2013. Fecha de aceptación: 08-04-2013

RESUMEN

Se evaluó la eficiencia in vitro de cinco fungicidas de síntesis química, tres extractos vegetales y tres productos a base de biocontroladores, mediante las variables porcentaje de inhibición del crecimiento micelial y porcentaje de inhibición de la biomasa de Colletotrichum gloeosporioides cepa 52 y Colletotrichum acutatum cepa 168. En el grupo de los productos de síntesis química, los mejores resultados en la inhibición del crecimiento micelial en ambas cepas, se obtuvo con hidróxido de cobre y difenoconazol, con 100% de inhibición. En cuanto a inhibición de la biomasa, los productos con mayor porcentaje de efecto inhibitorio en C. gloeosporioides fueron: difenoconazol (100%) y benomil (93% a 99%); en C. acutatum fueron: difenoconazol (100%) y azoxystrobin (91% a 97%). Respecto a los extractos vegetales, el extracto a base de Citrus sinensis y C. grandis presentó 100% de inhibición tanto del crecimiento micelial como de la biomasa, siendo el más efectivo en el control de ambas cepas del hongo. En el grupo de los biocontroladores, el porcentaje de inhibición del crecimiento micelial de los productos a base de Trichoderma lignorum y T. harzianum osciló entre 61% y 65% para C. gloeosporioides, y entre 77% y 79% para C. acutatum, considerados dentro del grupo de los biocontroladores como los más eficientes en el control in vitro de las cepas 52 y 168 de Colletotrichum spp.

Palabras claves: control químico, enfermedades de las plantas, extractos vegetales, Rubus glaucus Benth, Trichoderma spp.

ABSTRACT

Efficiency in vitro of five chemical fungicides, three plant extracts and three biocontrol products were evaluated by their inhibition of mycelial growth percentage and inhibition of fungal biomass percentage, for Colletotrichum gloeosporioides strain 52 and Colletotrichum acutatum strain 168. In the group of chemical fungicides, the best results for inhibition of mycelial growth of both pathogens were obtained with Copper Hydroxide and Difenoconazole, showing 100% of inhibition. Regarding biomass inhibition, the products with higher inhibitory effect in C. gloeosporioides were Difenoconazole showing 100% of inhibition, and Benomyl, which inhibition was between 93% and 99%, and in C. acutatum was Difenoconazol with 100% inhibition and Azoxystrobin with an inhibition between 91% and 97%. Regarding the plant extracts group, Citrus sinensis and C. grandis composed extract, showed 100% inhibition of mycelial growth and fungal biomass, it was the most effective for controlling both strains of fungi. In the biocontrol products group, the inhibition of mycelial growth percentage of the based products on Trichoderma lignorum and T. harzianum was between 61% and 65% for C. gloeosporioides, and between 77% and 79% in C. acutatum, considered in the group of biocontrol products as the most efficient in the in vitro control of 52 and 168 strains of Colletotrichum spp.

Key words: chemical control, plant diseases, plant extracts, Rubus glaucus Benth, Trichoderma spp.

INTRODUCCIÓN

En Colombia, la antracnosis de la mora de castilla era una enfermedad considerada de escasa o ninguna importancia económica, ya que entre 1992 y 1996, su incidencia y severidad en los cultivos variaba según el año y la localidad (Tamayo, 2003). Posteriormente, a mediados del 2001, estudios realizados acerca de la identificación de enfermedades asociadas al cultivo de la mora, reportaron que la antracnosis fue la enfermedad que presentó mayor incidencia (52,90%) en cultivos de Caldas, Quindío y Risaralda (Botero et al., 2002). Hoy en día la antracnosis en mora se considera de importancia económica, debido a que puede causar pérdidas que oscilan entre 50% y 70% de los tallos (Tamayo, 2003; Afanador et al., 2009). En el país, Colletotrichum gloeosporioides y C. acutatum han sido identificados como principales causantes de antracnosis en la mora de castilla (Saldarriaga et al., 2002), sin embargo nuevos reportes reconocen a C. boninense como un nuevo agente causal de la enfermedad (Marulanda et al., 2007; Saldarriaga et al., 2008; Afanador et al., 2009).

En mora, la antracnosis causa principalmente secamiento, y muerte progresiva y descendente de ramas y tallos. Los síntomas presentes en estos órganos se caracterizan por la presencia de lesiones que inician en la porción basal de las espinas, en los pecíolos, pedúnculos y en los sitios de inserción de las ramas; los tejidos afectados suelen ser de color castaño claro y presentan pequeños puntos oscuros denominados acérvulos, los cuales pueden tornarse de color salmón en condiciones de alta humedad. Alrededor de las lesiones se puede observar un borde definido de color azul-violeta intenso, la lesión puede avanzar hasta cubrir y secar parcial o totalmente el tallo (Saldarriaga y Bernal, 2000; Tamayo, 2003; Saldarriaga et al., 2008). Los síntomas en brotes tiernos se manifiestan por ennegrecimiento y marchitamiento de hojas jóvenes mientras que en frutos, principalmente maduros, los síntomas son esporádicos observándose necrosis, pudrición húmeda y deshidratación (Saldarriaga y Bernal, 2000; Tamayo y Peláez, 2000).

En diferentes cultivos, el manejo de esta enfermedad se ha fundamentado en prácticas de control cultural y uso de fungicidas químicos a base de oxicloruro de cobre, hidróxido cúprico, mancozeb, clorothalonil, captan, propiconazol, procloraz, benomil, thiabendazol y carbendazim (Arauz, 2000; Agrios, 2005). En Colombia, el uso de algunas de estas moléculas químicas ha ocasionado el rechazo de pulpas para exportación, debido a los altos contenidos de trazas encontrados en éstas. Por otro lado, organismos internacionales han venido replanteando el uso de moléculas como el clorotalonil, carbendazim y macozeb por altos riesgos de carcinogenicidad (Naranjo, 2011).

Actualmente se han explorado alternativas de control con productos a base de biocontroladores y extractos vegetales, que generalmente poseen compuestos biodegradables, de baja toxicidad y no son específicos en su modo de acción, lo que implica baja probabilidad de desarrollo de resistencia (Tripathi y Dubey, 2004). Reportes documentan el buen funcionamiento de productos biológicos en el control de la antracnosis, como por ejemplo extractos de chirimoya (Annona cherimola), papaya (Carica papaya), lima (Citrus aurantifolia), eucalipto blanco (Eucalyptus globulus), ajo (Allium sativum), ají (Capsicum sp.) y de biocontroladores como Trichoderma sp., Bacillus subtilis, Pseudomonas cepacia (PC 9701 BHI), P. flurescens (98B-27) y P. maltophilia (Bravo, 1996; Botero, 2001; Montoya et al., 2004; Hernández et al., 2007).

El uso de fungicidas químicos sigue ocupando el primer lugar en el control de enfermedades, seguido por la rotación de estos con productos biológicos, los cuales han dado buenos resultados en el control de antracnosis y otras enfermedades en el cultivo de mora (Hincapié y Saldarriaga, 2009). En la presente investigación se exploró la eficiencia in vitro de diferentes productos comerciales tanto de uso convencional (fungicidas químicos) como no convencional (extractos vegetales y biocontroladores), con el propósito de contribuir al conocimiento de nuevas alternativas para el control de la antracnosis en mora.

MATERIALES Y MÉTODOS

Las evaluaciones in vitro fueron realizadas en condiciones del laboratorio de fitopatología de Corpoica, centro de investigación La Selva, ubicado en Rionegro, Antioquia, con humedad relativa promedio de 71% y temperatura promedio de 21 +/- 1 °C, durante la fase de experimentación. Del cepario de Colletotrichum sp., existente en el laboratorio de fitopatología de este centro de investigación, se seleccionaron las cepas 52 de C. gloeosporioides y 168 de Colletotrichum acutatum, aisladas de cultivos de mora del oriente antioqueño.

Para cada cepa del hongo se determinó la eficiencia de once tratamientos, distribuidos en tres grupos: 1) Fungicidas químicos: Amistar® 50 WG (azoxystrobin), Benoagro® 50 WP (benomil), Derosal® 500 SC (carbendazim), Score® 250 EC (difenoconazol) y Kocide® 101 (hidróxido de cobre). 2) Extractos vegetales: Desfan® 100 agrícola (Citrus sinensis y C. grandis), Ecoswing® (Swinglea glutinosa) y BfunK® (Eucalyptus globulus, Allium sativum y Urtica urens); este producto también contiene otros elementos y microorganismos destinados a la nutrición de la planta). 3) Grupo de los biocontroladores: Mycobac® (Trichoderma lignorum), Agroguard® (Trichoderma harzianum) y Rhapsody® (Bacillus subtilis).

Para cada tratamiento se evaluaron tres concentraciones: dosis comercial del producto, mitad de la dosis comercial, y dosis comercial más la mitad de ésta, expresadas en ppm de ingrediente activo para los fungicidas químicos y los extractos, y en ml/l para el producto comercial Rhapsody®. Para los productos a base de Trichoderma (Mycobac® y Agroguard®) no se determinaron concentraciones, ya que se observó la capacidad antagónica de los hongos empleando la metodología de placa dual de Hoyos-Carvajal et al. (2008) adaptada para el presente estudio. La eficiencia de los tratamientos se evaluó mediante las variables de porcentaje de inhibición del crecimiento micelial (PICM) y porcentaje de inhibición de la biomasa (PIB) que se describen a continuación. Para los productos a base de Trichoderma solo se estimó el PICM.

Porcentaje de inhibición del crecimiento micelial

La metodología de dilución en plato con agar consistió en mezclar cada concentración del fungicida con el medio de cultivo agar papa dextrosa PDA de Merck, el cual fue previamente acidificado con ácido láctico al 50% hasta ajustar el pH del medio a 5,6. Posteriormente se realizó la siembra de muestras de 0,5 mm de cada cepa de Colletotrichum, en el centro de las cajas de Petri. El testigo experimental correspondió a la siembra del hongo en medio de cultivo (PDA-acidificado) sin suplementar con fungicidas. La medición del crecimiento micelial se realizó a partir del tercer día de la siembra del patógeno hasta el día 12 para la cepa 52 (C. gloeosporioides) y el día 18 para la cepa 168 (C. acutatum); tiempo durante el cual el testigo de cada prueba ocupó más del 70% de la caja de Petri. Los datos obtenidos al final de la medición fueron utilizados para calcular el porcentaje de inhibición del crecimiento micelial (PICM) del hongo, de la siguiente manera:

La metodología de caja dual se aplicó reactivando las esporas de los Trichoderma de los productos Agroguard® y Mycobac®, para lo cual se diluyó 1 g del producto comercial en 1 litro de agua destilada, luego se adicionaron 3 ml de la dilución sobre el medio de cultivo PDA-acidificado previamente servido en cajas de Petri. Estas cajas de Petri fueron incubadas en condiciones de laboratorio durante 8 días. Pasado el período de crecimiento de los antagonistas (Trichoderma spp.), se tomó una nueva caja de Petri servida con PDA-acidificado y sobre el medio de cultivo se colocaron las muestras de 0,5 mm de los patógenos (C. gloeosporioides o C. acutatum) a una distancia de tres centímetros del borde de la caja de Petri. Transcurridas 72 horas de la siembra del patógeno (Colletotrichum sp.), se tomó una muestra de 0,5 mm del biocontrolador (Trichoderma sp.) y se depositó al lado opuesto a tres centímetros del patógeno. El testigo de la prueba consistió en la siembra del patógeno en el medio de cultivo (PDA-acidificado) sin el antagonista (Hoyos-Carvajal et al., 2008). Las mediciones del crecimiento micelial se realizaron de la misma forma descrita en la metodología de dilución en plato con agar.

Porcentaje de inhibición de la biomasa

En recipientes de vidrio no graduados con capacidad de 300 ml previamente esterilizados, se adicionó caldo líquido Sabouraud al 2% marca Merck (150 ml/recipiente), mezclado con las respectivas concentraciones de los productos a evaluar; luego, en cada frasco, se realizó la siembra de un disco de 0,5 mm de las respectivas cepas del patógeno a evaluar. El testigo consistió en la siembra de las cepas (52 o 168) en el medio de cultivo líquido (caldo Sabouraud) sin suplementar con productos. Se incubó en condiciones de laboratorio durante nueve días tanto los testigos como los tratamientos, con un fotoperíodo de 12 horas luz y 12 horas de oscuridad, sin agitación y con una relación de aireación de crecimiento de 1:1. Posteriormente, se realizó la cosecha pasando el hongo por un tul de organza previamente pesado, a través del cual se eliminó el líquido. El micelio filtrado se secó en una estufa a 50 °C durante 24 horas y posteriormente pesado. Una vez obtenidos estos datos, se estimó el porcentaje de inhibición de la biomasa (PIB) para cada uno de los tratamientos utilizando la fórmula:

Cada grupo de productos se evaluó independientemente, bajo un diseño completamente al azar (DCA), con cuatro repeticiones de cada concentración de los tratamientos. El análisis estadístico de los datos se realizó con el programa R (versión 2.12.2), y se estimaron las diferencias entre los tratamientos mediante una prueba de comparación múltiple de Tukey (a nivel de 5%).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

El análisis de varianza para las variables porcentaje inhibición del crecimiento micelial e inhibición de la biomasa presentó diferencias significativas entre los tratamientos, a un nivel de confianza del 95% para las cepas C. gloeosporioides cepa 52 y C. acutatum cepa 168, a excepción de los tratamientos realizados con el producto comercial Rhapsody® (Bacillus subtilis), en el cual no hubo diferencias significativas para la variable porcentaje de inhibición de la biomasa en la cepa 168 (C. acutatum).

En las variables porcentaje de inhibición de crecimiento micelial y porcentaje de inhibición de la biomasa, las dosis 50, 100 y 150 ppm del fungicida Score 250® EC (difenoconazol) inhibieron el 100% del crecimiento micelial y la producción de la biomasa para ambas cepas; tanto la dosis recomendada como las dosis por encima y por debajo de la comercial fueron efectivas en el control in vitro (tabla 1).

En los tratamientos evaluados con el fungicida comercial Kocide® 101(hidróxido de cobre) se presentaron grandes diferencias entre los resultados de las variables porcentaje de inhibición del crecimiento micelial y porcentaje de inhibición de la biomasa. En la inhibición del crecimiento micelial, las tres dosis de este producto fueron 100% efectivas para ambas cepas; sin embargo, en la variable inhibición de la biomasa ningún tratamiento fue totalmente eficiente. El porcentaje de inhibición de la biomasa en la cepa C. gloeosporioides 52 osciló entre 69% y 96%, cuyo tratamiento más efectivo correspondió a la dosis por encima de la recomendada (3690 ppm); y en C. acutatum, osciló entre 31% y 95% y mostró mayor eficiencia la dosis recomendada (2460 ppm) (tabla 1). La menor efectividad del Kocide® 101 en el medio de cultivo líquido Sabouraud posiblemente esté asociada a las características físicas propias del producto, mas no a la eficiencia del ingrediente activo en el control de los patógenos, ya que según Mendoza (2010) los fungicidas cúpricos a base de cobre metálico poseen baja solubilidad en agua. Lo anterior es una propiedad física que en condiciones de campo puede ser útil, ya que reportes de Echeverri et al. (2007) sobre ensayos realizados con diferentes productos cúpricos mencionan que Kocide® 101 (hidróxido de cobre) presentó mayor adherencia a los frutos de tomate de árbol durante las épocas de lluvia, lo cual conllevó a reducir en 70% la aparición de síntomas de antracnosis.

Respecto a los fungicidas Benoagro® 50 WP (benomil) y Derosal® 500 SC (carbendazim), las tres concentraciones de ambos productos presentaron altos porcentajes de inhibición de C. gloeosporioides, obteniéndose con el Benomil un PICM que osciló de 74% a 83% y un PIB de 93% a 99%; y con el carbendazim un PICM que osciló de 82% a 98% y un PIB de 85,25% a 85,75% (tabla 1). Para la cepa 168 (C. acutatum), estos mismos fungicidas mostraron un bajo efecto inhibitorio tanto del crecimiento micelial como de la biomasa, el Benoagro® 50 WP (benomil) fue el fungicida con los menores PICM (entre 7% y 16%), y PIB (entre 31% y 47%) para C. acutatum (tabla 1).

El área bajo la curva del crecimiento del patógeno C. acutatum en presencia de Benoagro® 50 WP (benomil) fue similar a la del testigo (figura 1). Los anteriores resultados concuerdan con lo citado por diferentes autores acerca del benomil. Aunque este es un fungicida utilizado para control de la antracnosis en diferentes cultivos, durante muchos años se ha reportado la resistencia de C. acutatum a este compuesto (Baily y Jeger, 1991; De los Santos y Romero, 2002; Peres et al., 2002; Peres et al., 2005). Según Peres et al. (2005), niveles de 0,1 a 1,0 μl/ml de benomil inhiben totalmente el crecimiento de algunas especies de Colletotrichum, mientras que en C. acutatum la inhibición es sólo de 20% a 50%.

Por otro lado, en pruebas de sensibilidad a benomil, realizadas a cepas de C. gloeosporioides y C. acutatum colectadas de tallos e inflorescencias de mora procedentes de cultivos del oriente antioqueño, Rueda (2010) reportó que de 36 aislamientos evaluados de C. acutatum, 19 fueron clasificados como moderadamente resistentes, 15 altamente resistentes, y ninguno de ellos fue sensible al fungicida. También existen otras especies de Colletotrichum que son resistentes a este compuesto, por ejemplo Smith y Black (1991) en De los Santos y Romero (2002) reportaron la resistencia al benomil en algunas cepas de C. fragarie. El grupo de los benzcimidazoles dentro del cual se encuentran el benomil y el carbendazim es considerado de alto riesgo de resistencia (FRAC, 2007).

Con relación a los extractos vegetales, los resultados obtenidos en las tres dosis del Desfan® 100 agrícola (Citrus sinensis y C. grandis) mostraron una inhibición total del crecimiento micelial y de la producción de biomasa de ambas cepas. Según reportes de Manthey (2004), el éxito de los extractos cítricos a base de C. sinensis se debe a la presencia de altas concentraciones de compuestos fenólicos o flavonoides como flavonas y glicósidos de flavona, los cuales según Tripathi y Dubey (2004) son metabolitos secundarios que poseen la capacidad de formar alcoholes y esteres que inhiben el crecimiento de las hifas e impiden la germinación de esporas, además de ser inhibidores enzimáticos que afectan la respiración celular de los hongos. El biofungicida Ecoswing® (Swinglea glutinosa) presentó un mediano efecto inhibitorio de las variables evaluadas para C. gloeosporioides y C. acutatum, sin embargo, los resultados obtenidos para ambas cepas (52 y 168) fueron variables y no se pudo establecer claramente su efectividad (tabla 2).

Las tres dosis evaluadas del producto B-funk® (Eucalyptus globulus, Urtica urens y Allium sativum) presentaron poco efecto inhibitorio en el crecimiento micelial y en la producción de biomasa de C. gloeosporioides y C. acutatum (tabla 2). Considerando las especificaciones de la ficha técnica del producto, posiblemente el BfunK® tenga mejores efectos como fertilizante que como fungicida; probablemente los extractos vegetales que contiene este producto poseen sustancias que contribuyen principalmente a la inducción de resistencia en la planta, más que a la actividad antifúngica directa sobre el patógeno. Zuluaga et al. (2007) evaluaron la efectividad del Biofun® (registrado por el ICA como BfunK®) en rotación con fungicidas químicos utilizados en banano, y observaron que este producto presentó buenos resultados en el control de Mycosphaerella fijiensis, al registrarse un control de la enfermedad estadísticamente igual al control obtenido con los productos convencionales, lo que redujo en 46% el uso de fungicidas químicos.

En los tratamientos que incluyeron el uso de los biocontroladores Agroguard® (Trichoderma harzianum) y Mycobac® (T. lignorum), para ambas cepas de Colletotrichum se obtuvieron valores de PICM entre 61% y 79%, y presentaron mayor porcentaje de inhibición respecto a los tratamientos realizados con el producto a base de B. subtilis (Rhapsody) cuyos valores oscilaron entre 26% y 44% (tabla 3). No obstante, el área de crecimiento micelial de la cepa 52 de C. gloeosporioides fue mayor para T. harzianum y T. lignorum que para las dosis evaluadas del Rhapsody® (figura 2a); diferente a lo ocurrido con la cepa 168 (figura 2b). Estas diferencias se deben al comportamiento del patógeno en cuanto a su crecimiento, y al mecanismo de acción y el tiempo en el cual los Trichodermas parasitaron y detuvieron totalmente el crecimiento micelial de ambas cepas, que para C. gloeosporioides y C. acutatum ocurrió luego del décimo y sexto día de la siembra, respectivamente.

Estudios in vitro e in vivo mencionan la efectividad antagónica de Trichoderma sp., y Bacillus subtilis para el control de Colletotrichum sp. Martins et al. (2007) reportaron que de 20 cepas evaluadas de Trichoderma sp., (de las cuales 10 correspondían a la especie T. harzianum) todas inhibieron el crecimiento in vitro de C. gloeosporioides, y observaron un fuerte parasitismo sobre el patógeno. Así mismo, estudios in vivo realizados por Freeman et al. (2004) demuestran la eficiencia de distintas especies de Trichoderma, utilizadas de manera tanto individual como conjunta, en la reducción de la incidencia de C. acutatum en plantas de fresa. Por otro lado, Montoya et al. (2004) demuestran la eficiencia tanto in vitro como in vivo de B. subtilis en el control de C. gloeosporioides en frutos de aguacate. Sin embargo, aunque Kupper et al. (2003) obtuvieron resultados eficientes in vitro con B. subtilis en la inhibición del crecimiento micelial de C. acutatum en cítricos, en campo el control de síntomas en flores y frutos fue ineficiente. Esto concuerda con lo sugerido por Bravo (1996), quien menciona que la efectividad de inhibición in vitro de B. subtilis sobre hongos fitopatógenos depende de la cantidad y de la velocidad de difusión de los metabolitos producidos por la bacteria, sobre el medio de cultivo.

CONCLUSIONES

El Score 250® EC (difenoconazol) y el Kocide® 101 (hidróxido de cobre) fueron los fungicidas químicos con mayor eficiencia in vitro en el control de C. gloeosporioides y de C. acutatum. Se observó la baja efectividad del Benoagro® 50 WP (benomil) en el control de C. acutatum, concordando con reportes realizados por Bailey y Jeger (1992), De los Santos y Romero (2002), Peres et al. (2002) y Rueda (2010).

De los extractos vegetales, el Desfan® 100 agrícola (Citrus sinensis y C. grandis) demostró ser el producto más eficiente en el control de ambas cepas de Colletotrichum, sin embargo, se recomienda determinar su eficiencia en campo.

Los productos Mycobac® (Trichoderma lignorum) y Agroguard® (T. harzianum) demostraron ser eficaces en el control de C. gloeosporioides y C. acutatum, considerando el fuerte grado de micoparasitismo y la rápida colonización que presentaron las cepas de Trichoderma.

En este estudio, los fungicidas químicos presentaron una alta eficiencia en el control de ambas cepas de Colletotrichum (C. gloeosporioides y C. acutatum); sin embargo, es de considerar que los productos utilizados en la investigación pertenecen a grupos químicos como los bencimidazoles, estrobilurinas y triazoles, los cuales son considerados con alta probabilidad de desarrollar resistencia debido a su modo de acción específico o unisitio (FRAC, 2007).

Los fungicidas cúpricos como el hidróxido de cobre, por su mecanismo de acción multisitio no específico poseen bajo riesgo para el desarrollo de resistencia (Kumar et al., 2007).

Los productos a base de extractos vegetales como Desfan® 100 agrícola (Citrus sinensis y C. grandis), y de biocontroladores como Mycobac® (Trichoderma lignorum) y Agroguard® (T. harzianum) pueden contribuir a disminuir los niveles de trazas de agroquímicos en los frutos, los cuales además de su efecto tóxico constituyen una barrera a la comercialización, y un riesgo en la aparición de biotipos fitopatógenos resistentes.

Finalmente, se plantea una posible integración de alternativas de control de diferente naturaleza (química o biológica) en programas de manejo integrado de la antracnosis de la mora.

AGRADECIMIENTOS

Los autores expresan su agradecimiento a la Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria (Corpoica), a la Asociación Hortifrutícola de Colombia (Asohofrucol) y al Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural.

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