INTRODUCCIÓN

Las micorrizas orquidioides son organismos fúngicos que pueden colonizar las células del córtex, con la formación de haustorios dentro de las paredes celulares de la raíz, permitiendo, a su vez, el crecimiento de las hifas, a nivel intracelular, a través de la membrana celular; debido al desarrollo de pelotones, un complejo enrollamiento de hifas, a nivel intracelular, con una matriz de interfaz que permite el intercambio de carbono, nitratos y fósforo, este tipo de colonización se conoce como tolipofagia, que se caracteriza, además, porque los pelotones degradados brindan pectinas, celulosa y β-1,3-glucanos, para que, posteriormente, las células puedan ser recolonizadas (^{Singh & Varma, 2000}; ^{Peterson & Massicotte, 2004}).

La relación simbiótica entre las orquídeas y los hongos formadores de micorrizas se creía una relación parasítica, debido a que se consideraba que las micorrizas proporcionaban nutrientes, minerales y carbono a las semillas sin ninguna recompensa o, al menos, hasta que la planta fuera fotosintéticamente activa (^{Jacquemyn et al. 2015}); sin embargo, ^{Cameron et al. (2006)} y ^{Dearnaley & Cameron (2016)} demostraron que las células embrionarias maduras de las semillas de orquídeas contienen un orgánulo de almacenamiento de proteínas, que podría producir amonio por medio de catálisis y que el amonio producido, a partir de los cuerpos proteicos, se puede usar para atraer hongos e iniciar la colonización, aunque la atracción también puede ser posible con nitrógeno orgánico, el ácido glutámico o la glutamina. En contacto los dos individuos, se inicia una señalización, que usa alrededor de 229 proteínas, que codifican la transducción de señales simbióticas, reacción de defensa, utilización de proteínas de almacenamiento y del metabolismo de nitrógeno, carbohidratos y lípidos (^{Chen et al. 2017}).

Colonizada la semilla, la micorriza permite el ingreso del agua, iniciando la imbibición y la catálisis de reacciones metabólicas, formando pelotones que transfieren azúcares, fósforo y fuentes de nitrógeno, como el amonio y los aminoácidos esenciales para el crecimiento; por su parte, la semilla transloca lípidos a las hifas, donde se metabolizan como fuente de carbono y se usan para el crecimiento y el mantenimiento del hongo (^{Keymer et al. 2017}; ^{Yeh et al. 2019}).

M. coccinea Linden ex Lindl. (Figura 1) es una orquídea de hábito terrestre o litofítico, endémica de Colombia, con distribución en la Cordillera Oriental, entre un rango de 2.500 a 3.400 metros de elevación, en áreas húmedas del bosque nuboso (^{Leathers, 2007}). Morfológicamente es una orquídea cespitosa de hojas erectas, con tallos cortos, cubiertos de envolturas tubulares, que desarrollan una sola hoja apical lanceolada; no obstante, el tallo de la inflorescencia es más largo (hasta de 30 cm) y presenta una flor solitaria, con un sépalo dorsal reflexible y dos sépalos laterales, que forman un tubo más largo que ancho; pétalos con abundantes tricomas, un labelo inconspícuo, una columna paralela al labelo; una antera y un estigma ventral con dos polinios lateralmente aplanados; con respecto a su sistema radicular, sus raíces son flexuosas y delgadas (^{Cuervo Martínez et al. 2009}).

Figura 1 Masdevallia coccinea Linden ex Lindl. Foto: Manuel Almanza. Miembro de la Asociación Bogotana de Orquideología, ABO. 

M. coccinea es empleada en la generación de híbridos ornamentales, debido al aprecio de los agricultores y los coleccionistas aficionados; se clasifica como una especie en peligro de extinción y aunque presenta una distribución geográfica amplia, la alta degradación de su ambiente y su desmesurada recolección catalogan su vulnerabilidad (^{Calderón-Sáenz, 2006}; ^{Cuervo Martínez et al. 2013}; ^{Minambiente, 2017}).

Esta investigación buscó identificar los hongos asociados a las raíces de M. coccinea, con el objetivo de conocer las dinámicas de interacción de un individuo en condiciones ex situ y estos microorganismos.

MATERIALES Y MÉTODOS

Selección del material vegetal. Cinco raíces de crecimiento terrestre de 4 a 5 cm de largo fueron colectadas de un individuo joven de M. coccinea, sembrado en pino patula. La planta se adquirió en el 2012, en un vivero comercial y, posteriormente, se conservó en la Unidad del orquidiario de la Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales U.D.C.A. Esta Unidad, se encuentra en condiciones de intemperie, realiza actividades de deshierbe manual, podas sanitarias y no realiza manejos con agroquímicos. Las cinco raíces fueron analizadas en el laboratorio de Sanidad Vegetal.

Colonización micorrízica.

Fijación de muestras de raíces para examen microscópicos de la colonización micorrízica: El procedimiento, se realizó de acuerdo con lo descrito por ^{Nieto Melo & Bailón Aijón (2016)}, con las siguientes modificaciones: dos de las raíces extraídas fueron enjuagadas y sumergidas en 10 ml de formaldehido (CH₂O), a 5 %; 10 ml de ácido acético (CH₃COOH), a 5 % y 180 ml de alcohol etílico (C₂H₅OH), a 90 %, por 24 h. Tras este proceso, se lavaron con agua destilada y, posteriormente, se deshidrataron con 50 ml de alcohol etílico, en concentraciones crecientes de 70 % (2 h), 80 % (1 h), 90 (1 h) y 100 % (1 h); seguido de un aclaramiento del tejido, con una mezcla de 25 ml de alcohol etílico, a 5 % + 25 ml de xilol (C₈H₁₀), a 50 % (1 h) y 50 ml de xilol, a 100 % (1 h). Para finalizar, se ejecutó la inclusión en parafina (60 °C), con tres periodos de (1/2 h) sumergidos y 1 min de reposo entre cada inmersión y culminó este proceso, con la solidificación de los bloques a temperatura ambiente (20 °C).

De cada bloque parafinado, se realizaron cortes de 15 micrómetros de grosor, en un micrótomo manual Leica RM2125 RTS; cada lamina fue montada en portaobjetos y sumergidos en 50 ml de xilol, a 100 % (1/2 h), 50 ml de alcohol etílico, a 100 % (1/2 h), 50 ml de alcohol etílico, a 90 % (1/2 h) y 100 ml de agua destilada. Tras el proceso, se obtuvieron cuatro cortes longitudinales y un corte trasversal; dos de los cortes longitudinales y el corte trasversal, se tiñeron con 5 ml de azul de lactofenol, a 0,5 % y los otros dos cortes longitudinales, con 5 ml de safranina, a 0,5 %. Cada montaje fue observado en un microscopio NIKON ECLIPSE E200, un adaptador NIKON TV lends 0.55 x y fotografiado con una cámara digital NIKON DS-2Mv, con los objetivos 10x y 40x.

Aislamientos fúngicos de raíces.

Elaboración de micropreparados: El procedimiento, se realizó de acuerdo con lo descrito por ^{Nieto Melo & Bailón Aijón (2016)}, con las siguientes modificaciones: tres segmentos de las raíces fueron lavados en cámara de flujo laminar y desinfectados con 20 ml de Tween 20 (5 s); 20 ml de alcohol etílico (C₂H₅OH), a 70 % (60 s); hipoclorito de sodio (NaClO), a 25 % (30 s); al finalizar, se realizaron tres repeticiones de enjuague con agua destilada y esterilizada (120 s). Cada raíz se dividió en las siguientes zonas: C (Zona de crecimiento), B (Zona basal), A (Meristemo apical) y fueron cortadas en cinco secciones de 0,5 cm y sembradas en una caja Petri, de 9 x 1,4 cm, con 20 ml de PDA, con un pH 5,0. Posteriormente, cada caja Petri fue depositada en una incubadora a 20 °C, en oscuridad por 8 días, para finalizar su crecimiento, en condiciones ambientales dentro del laboratorio de Sanidad Vegetal (7 días). Transcurrido el periodo de incubación, se purificaron las colonias observadas.

Identificación de colonias fúngicas.

Identificación macro y microscópica: La identificación macroscópica fue realizada de cada colonia pura, registrando las siguientes variables: velocidad de crecimiento (cm²/24 h), forma de la colonia, altura y color de las hifas aéreas, color base y textura superficial (^{Chen et al. 2012}). Las colonias fueron observadas en un estereoscopio Advance óptica modelo SE2200, con la luz blanca reflejada y se usó la cartilla Pantone, como sistema de estandarización de color (^{Pantone, 2017}). Respecto a la identificación microscópica, se usó una cámara húmeda en caja Petri, obteniendo micelio en un cubreobjeto que, posteriormente, fue montado en dos portaobjetos, para su visualización, en objetivos 40X y 100X; a cada portaobjeto, se le adicionó una gota de azul de lactofenol y una gota de safranina. Los hongos aislados, se identificaron de acuerdo con la clave dicotómica y descripción de géneros de hongos imperfectos de ^{Barnett & Hunter (1998)}.

Velocidad de crecimiento radial: Un disco de micelio de 48 h de crecimiento fue sembrado por triplicado en cajas Petri, de 9 x 1,4 cm, con medio PDA, con 4,1 de pH, a 18 ºC. El crecimiento se delimitó cada 24 h durante cuatro días; posteriormente, el área de crecimiento se determinó a través del programa imageJ. Tras la tabulación de los datos, se realizó un ajuste mediante una ecuación de regresión lineal, para calcular la pendiente de la curva de crecimiento, que corresponde a la velocidad media radial de cada especie fúngica. Los datos fueron evaluados en un análisis de varianza, para determinar si las medias eran iguales o no (^{Pereira et al. 2007}). A partir de este resultado, se usó la prueba Tukey, para identificar la colonia o las colonias que fueran diferentes, tomando en cuenta un valor critico de prueba 4,72; 11,39, como valor del cuadro del error medio y 4, como “n”, obteniendo de esta forma un HDS (Honestly-significant-difference) de 7,0.

Identificación molecular.

Aislamiento y purificación del DNA: Para este proceso, se usó el kit DNeasy PowerSoil (QIAGEN), que comprende un método de eliminación de inhibidores (IRT), obteniendo un ADN de un alto nivel de pureza, lo que permite una amplificación por PCR más exitosa de los organismos de la muestra.

Amplificación del ADN: La amplificación de la región ITS (Internal Transcribed Spacer) del ADN ribosomal fúngico, se realizó con los iniciadores ITS4 (TCCTCCGCTTATTGATATGC) e ITS5 (GGAAGTAAAAGTCGTAACAAGG), en reacciones de 25 µL, que contienen 12,5 µL de mezcla PCR-100-2X Corpogen, 1 µL de cada iniciador a 10 µM (Concentración final: 0,4 µM), 2 µL de ADN purificado y 8,5 µL de agua tipo PCR Corpogen.

La muestra, se amplificó usando un termociclador BIORAD C1000, (Denaturación inicial 95 °C, 5 min; 35 ciclos de denaturación, a 95 °C, 30 s; anillamiento 55 °C, 30 s; extensión 72 °C, 45 s; extensión final 72, °C 5 min); posteriormente, se purificó el producto mediante precipitación alcohólica.

Secuenciación: Se realizó mediante el método de Sanger del producto amplificado por PCR, con los iniciadores universales ITS4 e ITS5, utilizando el kit “ABI PRISM® BigDyeTM Terminator Cycle Sequencing”, electroforesis capilar y un secuenciador ABI PRISM® 3730XL Analyzer (96 capillary type); posteriormente, se realizó limpieza y el ensamblaje de las secuencias, para obtener la secuencia problema, empleando el software Geneious.

Análisis taxonómico: El análisis, se realizó a través de la herramienta BLAST (Basic Local Alignment Search Tool), del NCBI (National Center for Biotechnology Information), comparándolas contra las bases de datos: GenBank, EMBL (European Molecular Biology Laboratory), DDBJ (DNA Data Bank of Japan), PDB (Protein Data Bank) y RefSeq. Adicionalmente, se comparó contra la base de datos de UNITE (https://unite.ut.ee) y la herramienta “Classifier”, alojada en el sitio Web de RDP (Ribosomal Data Project), obteniendo el 99 % de identidad en cada una de las muestras.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Colonización micorrízica en raíces. El corte trasversal evidencia colonización fúngica dentro de la raíz de estudio; se observó que, en el velamen, el hongo se desarrolla de forma intracelular (hifas engrosadas con crecimiento rectilíneo); en la exodermis, la colonización no interactúa con todas las células, pero el desarrollo longitudinal de las hifas se extendió desde el velamen hasta la endodermis, de forma intercelular; dentro del parénquima cortical, las células presentaron discrepancia en su tamaño sin ningún patrón, pero evidencian hifas o pelotones degradados.

La vista del corte longitudinal de la raíz permitió evidenciar que el tejido teñido con safranina presenta la deformación celular, a causa del desarrollo del pelotón activo (Figura 2A); no obstante, también se identificó un patrón en la lisis de los pelotones en paralelo al sistema vascular de la raíz, presentándose de tamaño similar y de forma continua, indicando una zona fenológica activa. Respecto a la tinción con azul de lactofenol, se observó la presencia de pelotones activos y degradados sin ningún patrón; también se detalló que este organismo forma estructuras, tanto en el velamen como en la endodermis, simultáneamente (Figura 2B). La vista longitudinal, adicionalmente, demuestra colonización por ambos lados del cilindro vascular, que estaría acorde con el parámetro de recolección de las raíces, ya que la penetración de los hongos está en relación con el contacto directo del suelo en orquídeas terrestres y con la corteza en epifitas (^{Balachandar et al. 2019}).

Figura 2 Colonización de micorrizas en vista de corte longitudinal. a) Tinción de safranina y b) tinción de lactofenol. PA: pelotón activo; PE: pelotón degradado; VE: estructura en el velamen; CV: penetración en el cilindro vascular. 

Los resultados anteriores sugieren que, en esta etapa vegetativa, M. coccinea está en un proceso de interacción micorrícica activa (^{Jiménez-Peña et al. 2018}), por lo menos, con dos hongos formadores de micorrizas simultáneos, dado a las dos colonizaciones, anatómicamente distintas, procedentes de raíces diferentes (^{González-Chávez et al. 2018}; ^{Ventre Lespiaucq et al. 2021}). La diferencia más notoria dentro de la colonización es el patrón en la formación de los pelotones (Figura 2A). En una de las raíces, se presentaron crecimientos longitudinales con un mismo periodo de desarrollo y un posible ciclo de colonización; esto se debe, a que las células que presentan lisis en los pelotones son más próximas al cilindro vascular y aquellas con pelotones activos están más cerca de la exodermis, lo cual, puede ser el resultado de una recolonización fúngica. La colonización teñida con azul de lactofenol, se caracteriza por la formación de estructuras, desde del velamen hasta la endodermis, de forma simultánea y sin ningún patrón, pero, principalmente, se detalla la interacción con el cilindro vascular (Figura 2B) (^{Pylro et al. 2013}). Aunque las dos colonizaciones son diferentes, las dos interactúan de forma intercelular, conocida como tolipofagia, propia de las endomicorrizas de orquídeas (^{Ordóñez et al. 2015}).

Pese al gran papel que tienen los hongos en la simbiosis es la orquídea la que tiene mayor influencia. ^{Dearnaley & Cameron (2016)} determinaron que las orquídeas poseen la facultad de orientar el movimiento de los hongos en la raíz y pueden interferir a tal grado de alterar colonizaciones para que cumplan una función simbiótica (^{Sathiyadash et al. 2012}; ²⁰²⁰). Esta característica de las orquídeas podría explicar las diferencias en la colonización de las dos raíces, indicando de que cada raíz puede interactuar con hongos micorrícicos de forma independiente.

Aislamientos fúngicos de raíces. Se obtuvieron 10 aislamientos de hongos puros; 30 combinaciones de hongos y bacterias y cinco asociados solo a bacterias; se seleccionaron solo las colonias fúngicas puras. La identificación de bacterias es inesperada, ya que se establecieron medidas para limitar la presencia de bacterias. ^{Teixeira Da Silva et al. (2015)} resaltan la presencia y el papel de las bacterias como simbiontes en la correlación entre hongos micorrízicos y las raíces de las orquídeas, asociando, de esta manera, que las bacterias afines a las raíces de orquídeas tengan características adaptativas diferentes.

El mayor porcentaje de los aislamientos, se ubicaron en la sección C (40 %); en las secciones B y A, se distribuyó el 30 %, a cada una. El 60 % se aislaron de la raíz No. 1; el 30 %, en la raíz No. 2 y en la raíz No. 3, solo obtuvo el 10 %. Respecto a la correlación de la región radicular y el porcentaje de microorganismos hallados, se puede considerar que, la razón por la cual, un hongo se ubica en partes continuas de una sola raíz, puede estar relacionado con el crecimiento longitudinal, asociando, al tiempo que ha interactuado con el tejido vegetal, ya sea de forma exógena o endógena (nivel de micorrización) (^{Ordóñez et al. 2015}).

Se identificó que algunas cepas tuvieron un crecimiento más rápido que otras, donde la velocidad media muestra tres rangos: primero, aquellas cepas con medias radiales de crecimiento menores de 2 cm²/24 h, seguido por cepas con velocidades entre 6 y 8 cm²/24 h y aquellas cepas con valores mayores de 8 cm²/24 h. La prueba Tukey determinó que en la velocidad de crecimiento los aislamientos C14 y C12 presentan una diferencia significativa con respecto a A14, A15, B12 y B25, y A15 y B12, respectivamente. Este resultado puede estar relacionado con la naturaleza del microorganismo.

Identificación de colonias fúngicas. Todas las cepas pertenecen al filo Ascomiceto, subdivisión que alberga hongos simbióticos asociados a orquídeas (^{Martos et al. 2012}). La identificación molecular comprueba, en algunos aislamientos, los resultados de la caracterización microscópica, como es el caso de las cepas A31 y C11, pertenecen al género Aspergillus; B24 y C25, corresponden a Scopulariopsis y las cepas C12 y C14, integran la especie Trichoderma viride; sin embargo, las cepas A14, A15 y B12, que se identificaron como Cylindrocarpon, fueron agrupadas al género Ilyonectria y el aislamiento B25, se identificó como parte de familia teleomórfica Xylariaceae, perteneciente del orden Xylariales. El porcentaje de identidad genética no permitió una identificación a nivel de especie o de género de todas las muestras; esto se debe, a que muchas especies aún no están ingresadas en los bancos de datos, por lo cual, es útil resaltar que las secuencias que no se lograron identificar hasta especie o género, corresponden a organismos que no estaban registrados.

Ilyonectria sp.: Las cepas A14, A15 y B12, que se identificaron microscópicamente como Cylindrocarpon y, posteriormente, al género Ilyonectria, un género que es filogenéticamente congenérico con Cylindrocarpon (^{Chaverri et al. 2011}). Microscópicamente, los aislamientos de Ilyonectria presentaron las características propias del género, desarrollando conidióforos simples y formando clamidosporas, ya sea entre micelio o de forma terminal, permitiendo la supervivencia en condiciones desfavorables. Posteriormente, también se observó la liberación de conidias; sin embargo, comparando las cepas obtenidas no se pudo determinar muchas similitudes con individuos ya categorizados de especies de este género (^{Cabral et al. 2012}; ^{Aiello et al. 2014}). En condiciones in vitro, el carácter de conidios hialinos ovoides asociaría a los aislamientos A14, A15 y B12, con la especie I. protearum. Morfológicamente, los aislamientos obtenidos en esta investigación de Ilyonectria tendieron a tener colores tierra y, a medida que pasaba el tiempo, el micelio se oscurecía, patrón acorde a este género. Ilyonectria es un género que, en los últimos años, se reconoce como simbionte de orquídeas en especies, como Paphiopedilum spicerianum, originaria de China y Pleurothallis coriacardia, nativa de los Andes (^{Maldonado et al. 2020}).

Trichoderma viride: A nivel microscópico, se captaron conidióforos ramificados, compactos, con atenuación en un cuello largo, finalizando con conidios globosos; esta descripción comprende lo descrito por ^{Saha & Rao (2006)}, de T. viride, aislado de la orquídea Cymbidium. Macroscópicamente, los aislamientos presentaron el color blanco del género y la especie, pero, adicionalmente, en su estado de colonización, presenta su crecimiento arbolario, clave en su identificación (^{Zi et al. 2014}). En este estudio, se caracterizó el rápido crecimiento de estos aislamientos, parámetro que puede estar asociado a la eficiencia de este género, como competidor de espacio (^{Cano, 2011}). Trichoderma es un género que desarrolló participación en términos de simbiosis, aunque, principalmente, no se le atribuye como micorriza; su papel relevante esta como degradador de celulosa, biocontrolador, inductor de resistencia, promotor de crecimiento y de tolerancia a estrés hídrico (^{Hernández-Melchor et al. 2019}).

Aspergillus sp.: En el caso de Aspergillus, la observación microscópica identificó en los extremos de las hifas estípites con vesículas esféricas y con conidios globosos; en la caracterización macroscópica, una de las colonias que se encontró, se desarrolló formando una estera micelial de tonalidad pálida, seguido de un crecimiento oscuro y finalizando con un aro de color claro, que indica su inmadurez; sin embargo, la otra colonia presentó un estado más maduro, indicado por su tonalidad oscura. Referente a la velocidad de crecimiento, los aislamientos mostraron un valor moderado, que se enmarca con los observados por ^{Luna et al. (2010)}. Aspergillus ha sido conocido por ser un hongo oportunista y patógeno; no obstante, cuando coexisten con orquídeas se les atribuye otras capacidades, por ejemplo, reportaron asociaciones cooperativas entre A. fumigatus y Vanilla panifolia (^{Khoyratty et al. 2015}), pero en las especies de Laelia, se demostró susceptibilidad al ataque de este género (^{Almanza-Álvarez et al. 2017}); otro ejemplo lo reportan ^{Sahoo & Gupta (2018)}, donde demostraron el papel de A. fumigatus y A. niger en la solubilidad de fósforo o como biocontroladores de plagas al liberar toxinas, como es el caso de A. flavus y A. ochraceus (^{Sudheep & Sridhar, 2012}).

Scopulariopsis sp.: Scopulariopsis, se caracterizó por una textura aterciopelada, una coloración desde marrón a canela y microscópicamente las hifas fueron hialinas y septadas, que le dan paso a los conidióforos donde se forman conidios, los cuales, son globosos y, principalmente, se desarrollan con una base truncada; todos estos parámetros concuerdan con caracteres de identificación en un estudio de especies de este género, además, corrobora el crecimiento moderadamente rápido que los resultados demuestran (^{Sandoval-Denis et al. 2016}). En este mismo sentido, Scopulariopsis fue descubierto en las raíces de Dendrobium sagittatum, un espécimen silvestre del pueblo de Turgo Village Pakem, Indonesia (^{Sugiyarto et al. 2016}); asimismo, es un género reconocido como hongo endófito de plantas silvestres (^{Bolívar-Anillo et al. 2016}).

Xylariaceae: El aislamiento B25, se identificó como un género anamórfico Nodulosporium de la familia teleomórfica Xylariaceae, perteneciente del orden Xylariales (^{Stadler et al. 2014}; ^{Wittstein et al. 2020}). Las características relevantes macromorfológicas de este aislamiento son: crecimiento crateriforme, el color claro de sus hifas y estromas inmaduros, características que se han mencionado en especies de Daldinia; no obstante, su lento crecimiento puede estar relacionado con el pH bajo del medio y la temperatura ambiente donde se mantuvieron los aislamientos. Por otro lado, en el microscopio, se observaron las esporas de forma ovoide-elíptica y en el crecimiento, engrosamiento en las células formadoras de conidióforos, sin poder determinar caracteres para identificar especies de Daldinia (^{Pérez-Silva, 1973}; ^{Stadler et al. 2014}). A nivel ecológico, la familia Xylariaceae, se ha asociado a las orquídeas como hongos endófitos descomponedores y entre los géneros reconocidos, se menciona a Daldinia (^{Sawmya et al. 2013}); sin embargo, Daldinia eschscholtzii, un hongo asociado a orquídeas tailandesas, metaboliza una gama de policétidos aromáticos con actividad antimicrobial (^{Barnes et al. 2016}) y Daldinia cf. concéntrica demostró que los compuestos orgánicos volátiles que sintetiza tiene actividad nematicida en huevos y en estados jóvenes de Meloidogyne javanica (^{Liarzi et al. 2016}); por otro lado, Hansfordia es un género con muy poca información y sus reportes abarcan su capacidad de hiperparasitismo (^{Vivas et al. 2021}), pero también se ubicó Hansfordia granulosa en las raíces de la orquídea Loroglossum hircinum; no obstante, no fue identificada su relación (^{Richardson & Currah, 1995}). Además, se caracterizó la familia Xylariaceae como saprofita de madera, dando, en este aislamiento, contexto como hongo benéfico para la orquídea (^{Barnett & Hunter, 1998}).

Las diferentes funciones que tienen los hongos mencionados permiten identificar su potencial como hongos endófitos de M. coccinea; sin embargo, es necesario continuar realizando estudios que evidencien su papel. Esta investigación evidencia la capacidad de una plántula de M. coccinea para interactuar con hongos en condiciones ex situ, pero no concluye, si los hongos aislados cumplen una función como hongos formadores de micorrizas o si los pelotones presentes en sus raíces fueron desarrollados en condiciones ex situ.