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Introducción
Las enfermedades transmitidas por artrópodos afectan anualmente millones de personas en todo el mundo. Entre esas enfermedades, el dengue posee el mayor potencial epidemiológico (). Aedes (Stegomyia) aegypti (Linnaeus, 1762) es un importante vector de dengue, chikunguña y Zika (Evans et al. 2015). En las Américas, particularmente en Colombia, A. aegypti es el principal vector de Dengue y recientemente de los virus de chikunguña y Zika (Higgs y Vanlandingham 2015, WHO 2013). Varios estudios se realizan para desarrollar una vacuna eficaz contra estas enfermedades (Kantor 2016), principalmente el dengue, la cual ya cuenta con una vacuna en el mercado (Villar et al. 2015). Sin embargo, dada la complejidad en la elaboración de estas vacunas (v. g., varios serotipos por cada arbovirus, efectos colaterales en personas nunca antes infectadas y número de dosis (Aguiar et al. 2016, Halstead y Aguiar 2016), actualmente el medio más eficaz es controlar las densidades poblacionales del vector a fin de reducir el número de casos de dengue, chikunguña y Zika (WHO 2013).
A nivel mundial, incluyendo Colombia, las estrategias de control vectorial son orientadas a la participación comunitaria mediante campañas de educación para reducir los posibles criaderos de larvas. Sin embargo, en situaciones epidémicas se sugiere la aplicación de insecticidas químicos a gran escala (). No obstante, el uso continuo de los insecticidas utilizados en los programas de control vectorial ha resultado en la selección de poblaciones de A. aegypti resistentes en Colombia y el mundo (Aguirre-Obando et al. 2015, Bisset Lazcano et al. 2014, Conde et al. 2015, Fonseca-González et al. 2011, Linss et al. 2014, Santacoloma et al. 2012).
Las opciones de insecticidas para el reemplazo son escasas, debido a los altos costos de desarrollo y la resistencia inevitable a los insecticidas (Nkya et al. 2013). Por lo anterior, es necesario buscar alternativas para el control de A. aegypti que reduzcan los problemas que posee el uso de insecticidas sintéticos (Maciel-de-Freitas et al. 2012). Como métodos alternativos, para el control de este mosquito vector, se han evaluado en laboratorio controladores biológicos como: depredadores naturales (Anogwih et al. 2015, Tran et al. 2015), hongos entomopatógenos () y extractos naturales de plantas (Hernández-Morales et al. 2015). Estos métodos han demostrado ser efectivos controlando poblaciones de mosquitos y evitando el desarrollo de resistencia. En Colombia, varios trabajos usando extractos vegetales se han desarrollado en la búsqueda de nuevas moléculas para el control de A. aegypti (Amariles-Barrera et al. 2013, Bello et al. 2008, Parra et al. 2007).
Entre estos métodos, los extractos naturales de plantas constituyen una fuente de nuevas y variadas estructuras bioactivas (metabolitos secundarios), las cuales pueden tener actividad intrínseca o servir como líderes para el desarrollo de insecticidas más seguros (Díaz Castillo et al. 2012). Los metabolitos secundarios, entre los que sobresalen alcaloides, terpenoides, cumarinas y fenoles, se caracterizan por presentar actividad biológica para controlar insectos vectores (Pani et al. 2015, Tehri y Singh 2015).
Los insecticidas de origen botánico son usados tradicionalmente por las comunidades humanas en muchos lugares del mundo para el manejo de mosquitos vectores (Kishore et al. 2014, Pani et al. 2015). Entre las familias botánicas con potencial insecticida para el control de A. aegypti se encuentra la familia Asteraceae (Bessada et al. 2015, Sukhthankar et al. 2014, Tennyson et al. 2015). Esta familia constituye una de las más grandes de plantas vasculares, comparable en complejidad y número de especies (25.000 aproximadamente) con las orquídeas (, Duarte et al. 2015). Después de Brasil (2.000 especies) y Perú (1.655 especies), Colombia es el país con más especies (1.420) descritas en América del Sur (Jørgensen et al. 2011, Silva y Andrade 2013). Dada la alta diversidad de la flora colombiana, incluyendo la familia Asteraceae (), es plausible identificar especies con potencial larvicida para controlar las poblaciones naturales de A. aegypti.
El presente estudio evaluó la actividad larvicida y la composición fitoquímica preliminar de algunas especies de la familia Asteraceae presentes en Colombia contra larvas de III y IV instar de A. aegypti. Adicionalmente, con el fin de evaluar diferentes estrategias de control con los extractos, se construyó un modelo matemático en ecuaciones diferenciales ordinarias que describe el comportamiento de las poblaciones cuando se varían las dosis letales (Dl) y los periodos de aplicación de estas.
Materiales y métodos
Recolectas
Se recolectaron y utilizaron poblaciones naturales de A. aegypti para verificar el potencial efecto larvicida de algunos extractos crudos vegetales de la familia Asteraceae, usando poblaciones naturales de este vector (Asiry et al. 2017, Coria et al. 2008). Para esto, se recolectaron larvas de A. aegypti de cuatro localidades de la ciudad de Armenia (Quindío, Colombia): El Ancianato del Carmen (4° 31′ 37′′ N, 75° 42′ 38′′ W), el barrio Berlín (4° 32′ 1′′ N, 75° 40′ 47′′ W), la Ciudadela La Patria (4° 32′ 22′′ N, 75° 42′ 8′′ W) y la Terminal de Transportes (4° 31′ 38′′ N, 75° 41′ 2′′ W). Las recolectas se realizaron siguiendo la metodología de la Organización Mundial de la Salud (OMS) para determinar índices de infestación de A. aegypti (). Estas localidades fueron utilizadas por presentar altos índices de infestación del vector (Osorio et al. 2017). De cada localidad fueron recolectadas aleatoriamente larvas de A. aegypti de al menos 10 tanques diferentes de almacenamiento de agua ubicados en viviendas seleccionadas. Cada tanque de almacenamiento de agua estaba localizado con al menos 100 m de separación uno del otro. Las larvas de cada localidad fueron llevadas al laboratorio y mantenidas bajo condiciones controladas (25 ± 1 °C, humedad 80 ± 10% y fotoperíodo 12:12 h) hasta la emergencia de los adultos. Todos los adultos de A. aegypti fueron reunidos para establecer una colonia base, la cual fue denominada ARM08. Los mosquitos adultos fueron alimentados con una solución azucarada al 10% y sangre (para inducir ovoposición en hembras) dos veces por semana utilizando ratones (Mus musculus Swiss). Las larvas de la generación F3 fueron usadas como material para determinar, en bioensayos dosis-respuesta, la actividad larvicida de las especies vegetales recolectadas.
El material vegetal seleccionado para evaluar la actividad larvicida fue obtenido a partir del levantamiento de la flora arvense de la región cafetera centro-andina de Quindío-Colombia (Vélez et al. 1998). Las 23 especies recolectadas de la familia Asteraceae corresponden a las más frecuentes encontradas en el departamento del Quindío. La identificación taxonómica de las especies recolectadas se realizó por comparaciones con los ejemplares de herbario previamente depositados en el Herbario de la Universidad del Quindío (HUQ) (Vélez et al. 1998), así como con la ayuda de especialistas del HUQ. De cada ejemplar recolectado se depositó una muestra en el HUQ. La recolección del material vegetal, así como el procesamiento en laboratorio siguió las recomendaciones descritas por Bilbao (1997). Las especies vegetales fueron recolectadas en el departamento del Quindío en los municipios: Armenia (4° 32′ 20′′ N, 75° 40′ 21′′ W), Salento (4° 38′ 14′′ N, 75° 34′ 15′′ W), Génova (4° 12′ 27′′ N, 75° 47′ 24′′ W) y Córdoba (4° 23′ 28′′ N, 75° 41′ 16′′ W).
Marcha fitoquímica preliminar
La obtención, extracción y análisis fitoquímico preliminar de las especies recolectadas se realizó siguiendo la metodología descrita por Bilbao (1997), en la cual se examinó la presencia/ausencia de los metabolitos secundarios: taninos, quinonas, flavonoides, esteroles, aglicones cardiotónicos, desoxiazúcares, saponinas, cumarinas y alcaloides. Para la extracción de cada especie se utilizaron hojas frescas (2.400 g por especie) y se empleó etanol al 95% rectificado. De cada extracto etanólico crudo obtenido, 40 ml fueron utilizados para obtener las fracciones químicas sin clorofila, polar y no polar y posteriormente realizar en cada una de estas las pruebas fitoquímicas, incluyendo el extracto crudo. Brevemente, para obtener la fracción sin clorofila se utilizó acetato de plomo al 4% y ácido acético al 0,5%. Posteriormente, a esta nueva fracción se le realizó una extracción líquido-líquido con 22 ml (4 veces) de éter de petróleo (Mallinckrodt grado técnico), el cual permitió la obtención de la fracción polar y no polar. El volumen restante (460 ml) de cada extracto etanólico se concentró en rotoevaporador (40 °C) hasta la eliminación del etanol. La sustancia sólida obtenida para cada extracto crudo se pesó y disolvió en un volumen conocido de agua destilada para obtener las concentraciones finales: 1.000, 500, 100, 10, 1,0 y 0,1%. Cada extracto crudo concentrado se utilizó para la realización de los bioensayos dosis-respuesta.
Bioensayos dosis-respuesta
Los bioensayos dosis-respuesta para cada extracto crudo concentrado se realizaron siguiendo la metodología propuesta por la OMS (). En estos experimentos, las larvas de A. aegypti (tercero o cuarto instar inicial) fueron expuestos a seis concentraciones (1.000, 500, 100, 10, 1,0 y 0,1%) para determinar la mortalidad larval a las 24 y 48 h de exposición. Las larvas fueron consideradas muertas cuando no reaccionaron al contacto físico en la región cervical y/o cuando presentaron movimientos muy lentos o incapacidad para flotar. Para cada concentración y para el control, fueron evaluadas cuatro réplicas de 20 larvas. Adicionalmente, para cada bioensayo se incluyeron dos grupos control para los experimentos, uno utilizando agua filtrada y otro etanol absoluto al 95% (solvente empleado para la obtención de los extractos etanólicos).
Los datos de mortalidad (expresados en número de muertos por dosis) fueron utilizados para calcular las concentraciones letales 50 y 95 (CL50 y CL95) a las 24 y 48 h de los individuos expuestos y analizados a través del método log-probit de Finney (1971), utilizando el programa Probit de Raymond (1993). Este análisis se realizó para aquellos extractos vegetales que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 48 h.
Adicionalmente, para los extractos etanólicos que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 48 h, se realizó un análisis de varianza factorial completamente aleatorizado (ANOVA factorial). Previo al ANOVA factorial se comprobó la distribución normal y la homogeneidad de varianzas de los datos. El ANOVA factorial evaluó las diferencias entre los factores: especie, tiempo (24 y 48 h) y concentración (1.000, 500, 100, 10, 1,0 y 0,1%) con cuatro repeticiones. Cuando las diferencias fueron significativas se utilizó el test de Tukey HSD (Honestly-Significant-Difference) para explicar las diferencias entre niveles de cada factor. Todos los análisis fueron realizados con el software STATISTICA 7 (Statsoft Inc. 1984-2004).
Modelo matemático
Se construyó un modelo matemático en ecuaciones diferenciales que describe el comportamiento de las poblaciones.
Se consideraron cuatro estadios para A. aegypti: Huevo (H), larva (L; incluye desde el primero hasta el cuarto instar), pupa (P) y adulto (A). Las variables, H(t), L(t), P(t) y A(t) representan el número de individuos en el tiempo (medido en días), en los estadios huevo, larva, pupa y adulto, respectivamente.
A través de cada estadio, las tasas vitales se asumieron constantes.
λH es la proporción de huevos que pasan a larva.
λLes la proporción de larvas que pasan a pupa (incluyendo sobrevivencia por estadío).
λP es la proporción de pupas que pasan a adulto.
λAes el número de huevos que oviposita una hembra
θ es la proporción hembra-macho.
El sistema en ecuaciones diferenciales que interpreta la dinámica es el siguiente:
Se obtuvo la solución numérica usando el método de Runge-Kutta de orden 4 (Burden y Faires 2005) implementado en ambiente MATLAB® (Mathworks 2009).
Simulaciones
Se simuló el comportamiento de las poblaciones suponiendo la no aplicación de extractos vegetales (referencia), así como aplicaciones sucesivas de las CL50 y CL95 en diversos períodos. En todas las simulaciones, las poblaciones iniciales fueron de 10 individuos en cada uno de los estadios de A. aegypti. Los parámetros biológicos utilizados en las simulaciones, estimados a partir de los datos proporcionados en Bar-Zeev (1958), Li et al. (1985), Manrique-Saide (1998) y Rebelo et al. (1999), fueron los siguientes:
Resultados
Marcha fitoquímica preliminar
La marcha fitoquímica preliminar evidenció la presencia, en todas las plantas, de taninos, flavonoides, cumarinas y alcaloides (Tabla 1). Adicionalmente, en algunas especies se encontraron quinonas, esteroles y saponinas. Entre todas las especies analizadas, Emilia coccinea fue la única especie que presentó todos los metabolitos secundarios evaluados.
Bioensayos dosis-respuesta
Las especies Jaegeria hirta (CL95 = 694,8% ± 149,9), Heliopsis oppsitifolia (CL95 = 764,4% ± 170,0), Austroeupatorium inulaefolium (CL95 = 753,3% ± 198,8), Conyza bonariensis (CL95 = 1174,8% ± 278,0), Hypochoeris radicata (CL95 = 1600,7% ± 425,2), Acmella mutisii (CL95 = 1528,6% ± 383,0) y Galinsoga quadriradiata (CL95 = 1570,4% ± 406,5) causaron porcentajes de mortalidad mayores al 50% después de 24 y 48 h (Tabla 2). En ningún experimento se presentó mortalidad en alguno de los dos grupos control. Entre estas especies, J. hirta, H. oppsitifolia, C. bonariensis y A. mutisii presentaron los metabolitos secundarios taninos, quinonas, flavonoides, esteroles, cumarinas y alcaloides. Por su parte, A. inulaefolium presentó taninos, flavonoides, cumarinas y alcaloides y G. quadriradiata taninos, quinonas flavonoides, cumarinas y alcaloides (Tabla 1).
Tabla 1 Composición fitoquímica preliminar de extractos etanólicos de especies de la familia Asteraceae colectadas en el departamento del Quindío, Colombia. En negrilla se resaltan las especies que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 48 h.
| Metabolito secundario | ||||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Especie | Vouchers | Taninos | Quinonas | Flavonoides | Esteroles | Saponinas | Cumarinas | Alcaloides |
| J. hirta | 10401 | X | X | X | X | X | X | |
| H. oppsitifolia | 15590 | X | X | X | X | X | X | |
| A. inulaefolium | 00421 | X | X | X | X | |||
| C. bonariensis | X | X | X | X | X | X | ||
| H. radicata | 00471 | X | X | X | X | |||
| A. mutisii | 11367 | X | X | X | X | X | X | |
| G. quadriradiata | 11378 | X | X | X | X | X | ||
| C. japonica | 10321 | X | X | X | X | X | X | |
| T. officinale | 11132 | X | X | X | X | X | ||
| A. cumanensis | 32637 | X | X | X | X | X | ||
| E. coccinea | 11087 | X | X | X | X | X | X | X |
| C. acuminata | 11538 | X | X | X | X | |||
| F. microstemon | 03349 | X | X | X | X | |||
| A. conyzoides | 10988 | X | X | X | X | |||
| C. caudata | 10370 | X | X | X | X | X | X | |
| S. eupatorioides | 15489 | X | X | X | X | X | ||
| B. pilosa | 11026 | X | X | X | X | X | ||
| T. erecta | 30770 | X | X | X | X | |||
| A. vulgaris | 10998 | X | X | X | X | X | ||
| A. ciliata | 14178 | X | X | X | X | |||
| B. trinervis | 11508 | X | X | X | X | X | X | |
| B. nítida | 10975 | X | X | X | X | |||
| C. surinamense | 00353 | X | X | X | X | X | X | |
El ANOVA factorial para los extractos etanólicos que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 48 h, mostró diferencias significativas entre todos los factores analizados, así como sus interacciones (Tabla 3). En la Figura 1 se puede apreciar que concentraciones mayores (500 y 1.000%) de extractos etanólicos de J. hirta, H. oppsitifolia; y A. inulaefolium, consiguen eliminar un mayor porcentaje de larvas. Esta tendencia se mantuvo en los dos tiempos de lectura realizados (24 y 48 h). En contraste, las concentraciones más bajas (0,1 - 1,0%) no ocasionaron mortalidad larval.
Por su parte, los bioensayos dosis-respuesta indican que los extractos etanólicos de J. hirta, H. oppsitifolia y A. inulaefolium presentaron las CL50 y CL95 más bajas en los dos tiempos de lectura, 24 y 48 h (Tabla 4). Sin embargo, entre estas especies, los extractos etanólicos que requieren menor concentración para matar el 95% de las larvas en 48 h son, en su orden: J. hirta, A. inulaefolium y H. oppsitifolia.
Figura 1 Gráfico de interacción para el porcentaje de mortalidad obtenido en larvas de A. aegypti utilizando extractos etanólicos de algunas especies de la familia Asteraceae. Adicionalmente son presentados los porcentajes de mortalidad para los factores especie (A-G), tiempo (24 y 48 h) y concentración (1.000 - 0,1 ul/l). Los valores de las figuras representan el promedio ± desviación estándar. A. J. hirta, B. H. oppsitifolia, C. A. inulaefolium, D. C. bonariensis, E. H. radicata, F. A. mutisi, G. G. quadriradiata.
Simulaciones
La Figura 2 muestra algunas de las simulaciones hechas a partir de la solución numérica del modelo. La Figura 2 A corresponde al comportamiento de las poblaciones cuando no hay aplicación de extractos y es tomada como la gráfica de referencia; la Figura 2 B y 2 C muestran el comportamiento de las poblaciones cuando se aplica la Dl50, en períodos de 30 y 15 días, respectivamente; la Figura 2 D y 2 E corresponden a la aplicación de la Dl95, en períodos de 30 y 15 días, respectivamente. Se observa que las aplicaciones más frecuentes, cada 15 días, hacen que la población de adultos disminuya rápidamente, alcanzando el 50% de la población inicial en aproximadamente 2 meses con la Dl95 y en aproximadamente 3 meses con la Dl50. Cuando el intervalo de aplicación es mayor, 30 días, el tiempo tomado para alcanzar este mismo nivel de 50% de la población inicial de adultos es de aproximadamente 3 meses para la Dl95 y de aproximadamente 6 meses para la Dl50.
Figura 2 Comportamiento de poblaciones de A. aegypti. A. sin aplicación de producto durante 6 meses y con aplicaciones sucesivas de la dosis letal 50 de extractos etanólicos concentrados: B. cada 30 días, durante 1 año; C. cada 15 días, durante 1 año. Adicionalmente, se presenta el comportamiento de las poblaciones del vector cuando se aplica sucesivamente la CL95 D. cada 30 días, durante 1 año y E. cada 15 días, durante 1 año.
Tabla 2 Porcentaje de mortalidad (en orden descendente) de larvas de 3-4 estadio de A. aegypti frente a diferentes especies y concentraciones de extractos etanólicos evaluados después de 24 y 48 h. En negrilla se resaltan las especies que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 48 h. En todos los experimentos no se presentó mortalidad en ninguno de los dos grupos control.
| Concentración (%) | |||||||||||||
| 1000 | 500 | 100 | 10 | 1 | 0,1 | ||||||||
| Especie | 24h | 48h | 24h | 48h | 24h | 48h | 24h | 48h | 24h | 48h | 24h | 48h | |
| J. hirta | 79 | 97 | 14 | 77 | 4 | 4 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | |
| H. oppsitifolia | 90 | 94 | 66 | 71 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| A. inulaefolium | 86 | 90 | 89 | 90 | 19 | 25 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| C. bonariensis | 41 | 72 | 17 | 67 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| H. radicata | 36 | 62 | 1 | 17 | 0 | 15 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| A. mutisii | 27 | 56 | 19 | 38 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| G. quadriradiata | 9 | 52 | 11 | 42 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| C. japonica | 9 | 42 | 5 | 24 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| T. officinale | 2 | 39 | 2 | 21 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| A. cumanensis | 6 | 35 | 2 | 26 | 5 | 9 | 1 | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| E. coccinea | 25 | 32 | 1 | 4 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| C. acuminata | 2 | 30 | 0 | 21 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| F. microstemon | 1 | 22 | 9 | 19 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| A. conyzoides | 5 | 17 | 4 | 6 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| C. caudata | 0 | 10 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| S. eupatorioides | 0 | 10 | 0 | 6 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| B. pilosa | 0 | 6 | 0 | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| T. erecta | 1 | 6 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| A. vulgaris | 0 | 4 | 0 | 4 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| A. ciliata | 0 | 2 | 0 | 4 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| B. trinervis | 0 | 2 | 0 | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| B. nitida | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
| C. surinamense | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | |
Tabla 3 Análisis de varianza para el porcentaje de mortalidad de larvas de 3-4 estadio de A. aegypti frente a diferentes especies y concentraciones de extractos etanólicos para las especies que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 48 h
| Factor analizado | F | p |
|---|---|---|
| Especie (E) | 109,96 | 0,0001* |
| Tiempo (T) | 159,79 | 0,0001* |
| Concentración (C) | 1166,41 | 0,0001* |
| E x T | 8,50 | 0,0001* |
| E x C | 38,84 | 0,0001* |
| T x C | 57,96 | 0,0001* |
| E x T x C | 6,21 | 0,0001* |
| *Valores de p con diferencias significativas (p < 0,05). |
Tabla 4 Perfil de susceptibilidad de larvas de 3-4 estadio de A. aegypti frente a extractos etanólicos de especies de la familia Asteraceae que mostraron porcentajes de mortalidad >50% después de 24 y 48 h. Entre paréntesis se presenta la desviación estándar para cada CL. En todos los experimentos no se presentó mortalidad en ninguno de los dos grupos control.
| Especie* | TE (horas) | CL (%) | |
|---|---|---|---|
| 50 | 95 | ||
| J. hirta | 24 | 784,6 (131,8) | 1289,9 (264,4) |
| H. oppsitifolia | 24 | 502,9 (99,6) | 880,1 (207,5) |
| A. inulaefolium | 24 | 403,3 (100,0) | 833,8 (216,4) |
| C. bonariensis | 24 | 1040,2 (205,9) | 1709,3 (500,3) |
| H. radicata | 24 | 1070,3 (143,6) | 1439,7 (578,3) |
| A. mutisii | 24 | 1196,8 (326,4) | 2011,8 (794,6) |
| G. quadriradiata | 24 | 1568,5 (781,8) | 2488,2 (1921,6) |
| J. hirta | 48 | 402,1 (81,6) | 694,8 (149,9) |
| H. oppsitifolia | 48 | 461,7 (83,1) | 764,4 (170,0) |
| A. inulaefolium | 48 | 360,4 (93,4) | 753,3 (198,8) |
| C. bonariensis | 48 | 619,4 (130,6) | 1174,8 (278,0) |
| H. radicata | 48 | 867,7 (181,7) | 1600,7 (425,2) |
| A. mutisii | 48 | 844,9 (168,0) | 1528,6 (383,0) |
| G. quadriradiata | 48 | 859,9 (175,7) | 1570,4 (406,5) |
| * Todos los bioensayos incluyeron larvas de la generación filial F1; TE= Tiempo de exposición. | |||
Discusión
El presente trabajo evaluó la posible utilización de tres plantas arvenses (J. hirta, A. inulaefolium y H. oppsitifolia), presentes en la flora colombiana, para controlar el vector de los virus del dengue, chikunguña y Zika. La utilización de especies arvenses (especies que crecen de forma predominante en zonas cultivadas y/o controladas por el hombre) para la elaboración de potenciales larvicidas de origen vegetal presenta varias ventajas, entre estas su fácil consecución, cultivo y poca inversión económica para su mantenimiento, una tendencia observada en el Sur de Asia (Yadav et al. 2015). Adicionalmente, las plantas en general son una fuente rica de agentes alternativos (ecológicamente amigables) para el control de mosquitos vectores de enfermedades, dado que poseen productos químicos bioactivos que actúan en contra de un número limitado de especies, incluyendo las especies diana (Govindarajan 2016).
Una revisión bibliográfica reciente muestra que compuestos derivados de plantas como: taninos, quinonas, flavonoides, esteroles, cumarinas y alcaloides son utilizados ampliamente como potenciales larvicidas (Sarwar 2015), metabolitos secundarios presentes en las especies evaluadas. De estos compuestos, en la familia Asteraceae, los flavonoides y terpenos (y sus derivados, v. g., esteroles, triterpenos) han sido registrados como metabolitos con actividad larvicida (Macêdo et al. 1997, Nikon et al. 2011, Vivekanandhan et al. 2018). Por lo tanto, los resultados aquí encontrados son promisorios para el control de larvas de A. aegypti.
Sin embargo, los efectos larvicidas encontrados para cada extracto fueron distintos. Según Tehri y Sing (2015), estas diferencias están influenciadas por factores extrínsecos e intrínsecos propios de las especies como: localización geográfica de la planta, variación temporal de los metabolitos, concentración, parte de la planta usada (v. g., hojas, tallos, raíces) y solvente empleado en la extracción. Entre estos, la especie utilizada y sus partes influyen significativamente en la eficacia de los mosquitocidas botánicos. Revisiones sobre plantas (y sus partes evaluadas) con potencial insecticida para controlar mosquitos de importancia médica indican que el uso de extractos de hojas de las familias Malvaceae, Euphorbiaceae, Verbenaceae, Annonaceae y Asteraceae exhiben el mayor potencial para controlar A. aegypti (Kishore et al. 2014, Tehri y Sing 2015). Sin embargo, para la familia Asteraceae, también se ha encontrado un efecto insecticida cuando se usan extractos de tallos y flores (Amrutha et al. 2013, Sharma et al. 2006). Adicionalmente, la respuesta biológica aquí encontrada se podría atribuir a la presencia de varios metabolitos con propiedades insecticidas, los cuales en conjunto pueden generar un efecto sinérgico potencializando su efecto; efecto observado cuando se han usado extractos acuosos de Terminalia catappa (Combretaceae) que contenían taninos y flavonoides para controlar hongos fitopatógenos del suelo (Espinosa-Ruiz et al. 2012).
La familia Asteraceae se caracteriza por poseer especies promisorias para controlar mosquitos vectores de enfermedades (Abdel-Salam et al. 2005, ). Entre las especies aquí encontradas con potencial insecticida, únicamente el género Heliopsis posee registros de especies con potencial insecticida (García-Chávez et al. 2004, Hernández-Morales et al. 2015). Esto indica que otras especies de los géneros Austroeupatorium y Heliopsis (géneros pertenecientes a las dos especies aquí evaluadas) podrían ser utilizadas en la búsqueda de nuevas especies con potencial larvicida. Por su parte, las especies del género Heliopsis se caracterizan por presentar alcamidas/alquilamida (ácido graso + amina), una fitohormona presente en las raíces con poder insecticida ().
Recientemente, Hernández-Morales et al. (2015) encontraron que extractos crudos de raíces de H. longipes, una especie endémica de México, presentaron una actividad larvicida del 100% después de 48 h en larvas de A. aegypti y Anopheles albimanus (vector de malaria). Adicionalmente, encontraron que para A. aegypti la actividad larvicida fue mayor utilizando los extractos crudos (hecho atribuido al efecto sinérgico de los demás metabolitos secundarios presentes) que utilizando la afinina, alcamida aislada a partir de esa especie con propiedad insecticida. Es de resaltar que los resultados para los extractos crudos de H. oppsitifolia (especie colombiana) corresponden a extracciones realizadas en hojas. La presencia/ausencia, así como la concentración de un metabolito secundario puede variar de un órgano de una planta (v. g., hojas, tallos, raíces, flores y frutos) a otro (). Por lo tanto, se sugiere la corroboración de la presencia/ausencia de alcamidas en hojas de H. oppsitifolia.
Adicionalmente, se sugiere realizar estudios con las especies aquí utilizadas que involucren la elucidación estructural de los metabolitos secundarios presentes, así como la evaluación individual de estos compuestos en laboratorio, ya que en algunas especies de la familia Asteraceae se han encontrado y aislado piretrinas (Matsuda et al. 2005). Las piretrinas son compuestos orgánicos con actividad insecticida presente de modo natural en flores del género Chrysanthemum. A partir de las piretrinas se han sintetizado los piretroides (PY) (Kawada et al. 2014), insecticidas sintéticos más ampliamente utilizados para controlar las formas adultas de mosquitos vectores de enfermedades (Nkya et al. 2013). Sin embargo, su uso frecuente y desmedido ha seleccionado poblaciones resistentes a nivel mundial (Vontas et al. 2012).
Por otra parte, las simulaciones numéricas sugieren que la aplicación más adecuada, en términos de disminución de tamaño poblacional de adultos y tiempo para ello, es la que se hace cada 15 días con la CL95. Sin embargo, la aplicación de la CL50 cada 30 días tiene también un efecto benéfico ya que consigue disminuir el tamaño poblacional en poco tiempo (en cuatro meses diezma la población inicial de adultos en 50%) y no requiere gasto extra de material para su potencial implementación como la Cl95. Por lo tanto, se concluye que los extractos de J. hirta, H. oppsitifolia y A. inulaefolium fueron las más eficientes para controlar las poblaciones de A. aegypti, por lo que ameritan ser estudiadas en profundidad dado su potencial efecto larvicida. Adicionalmente, el modelo matemático sugiere que la aplicación de la Dl50, en períodos de 30 días, de extractos de estas plantas podría constituir una herramienta viable para el control. Sin embargo, se sugieren futuros estudios fitoquímicos (identificación y aislamiento de las estructuras químicas) y de laboratorio (bioensayos que incluyan las moléculas identificadas y aisladas) más profundos, para poder establecer cuál o cuáles compuestos químicos están involucrados con la respuesta insecticida aquí encontrada.
