Leptospirosis en caninos

En los estudios realizados en Latinoamérica se han reportado hasta el 90% de Leptospira spp., en caninos siendo Leptospira interrogans serovar Canicola e Icterohaemorrhagiae con mayor presencia (^{Gualtieri et al., 2012}). En 31 distritos de la ciudad de Lima encontraron una prevalencia del 58% (^{Siuce, Calle & Pinto 2015}), en la Habana, Cuba reportaron una prevalencia general contra uno o más serovares de Leptospira spp del 63,1%, (^{Rojas-Hoyos et al., 2017}), Campeche, México indicaron una seroprevalencia general de 21,3%, de la población canina doméstica y callejera empleada en el estudio el 17,2% reportaron seroprevalencia y el 26,7% respectivamente (^{Blum Domínguez 2013}).

En Colombia se ha determinado seropositividad para Leptospira spp en el departamento del Tolima hasta en un 20.2 % de los caninos, (^{Romero, Sc, & Sanchez, 2009}), además en áreas rurales en ciudades como Montería- Córdoba se registran seroprevalencias del 12% (^{Sánchez García, Ballut Pestana, & Calderón -Rangel, 2011}), y en Tunja-Boyacá más del 60% de caninos han tenido contacto con la bacteria (^{Bermúdez, Pulido, & Andrade, 2010}) en la mayoría de los casos se observa circulación de serovares Icterohaemorrhagiae, Canicola y Grippotyphosa.

Debido a los hábitos de comportamiento grupales de los caninos como el olfateo, el lengüeteo y el cortejo, se favorece la transmisión intraespecie a través del contacto directo con la orina (^{Romero et al., 2009}). Los serovares más importantes que actúan como agente etiológico de leptospirosis canina son Canicola y icterohaemorrhagiae (^{Alvarez, Calderón, Rodríguez, & Arrieta, 2011}).

Los serovares Icterohaemorragie y Canicola en el canino dan lugar a daño hepático así como hiperbilirrubinemia, Icterohaemorragie tiene la capacidad de ocasionar un trastorno agudo caracterizado por la acumulación de pigmentos biliares en los canalículos y ductos hepáticos debido a la oclusión de estos por restos celulares (^{Alvarez et al., 2011}). El grado de ictericia ocasionada está directamente relacionado con el nivel de obstrucción. Los caninos que sobreviven a este tipo ictérico de la enfermedad, o que dejan de manifestar la fase septicémica, el énfasis clínico y patológico pasa del hígado a los riñones (^{Alejandra, 2012}).

En caninos la clínica y la gravedad de la enfermedad es variable, los primeros signos clínicos, son a menudo inespecíficos y las mucosas pueden presentar hiperemia conjuntival, sintomatología que puede progresar y presentar signos de enfermedad crónica renal y aborto en hembras (^{Gualtieri et al., 2012}). También se puede presentar signos más severos como el síndrome hemorrágico, donde en las etapas finales hay epistaxis, gastroenteritis hemorrágica. Algunos caninos presentan muerte súbita sin presencia de signos clínicos (Arrieta, Calderón, Rodríguez 2016).

Además la infección por el serovar Icterohaemorrhagiae se puede evidenciar fiebre, hemorragias, anemia e ictericia, en cuanto al serovar grippotyphosa puede producir disfunción renal aguda o hepatitis activa crónica, por el serovar Pomona la infección es asintomática y produce portadores crónicos y por el serovar Canicola causa nefritis intersticial crónica (^{Arrieta-Bernate et al., 2016}).

El diagnóstico clínico se basa en la epidemiología, anamnesis y signos clínicos del animal, se considera inapropiado llegar a diagnósticos certeros sin el apoyo del laboratorio específico pues únicamente el aislamiento de Leptospira spp., patógenas confirma en forma definitiva el diagnóstico (^{Caminoa, 2007}).

Como prueba serológica para la identificación de Leptospira spp., se emplea la técnica estándar llamada Microaglutinación (MAT), considerada la herramienta diagnóstica de referencia internacional con mejor capacidad de distinguir y cuantificar anticuerpos contra determinado serogrupo (patógeno y saprófito) (^{Siuce et al., 2015}). En la actualidad, se han realizado estudios para el diagnóstico serológico de la leptospirosis, mediante procedimientos inmunoenzimáticos como la técnica ELISA en sus diversas variantes, que incluyen antígenos recombinantes y se han evaluado comparándolos con el MAT, con resultados variables en dependencia de la cepa utilizada o antígeno utilizada (^{García, Feraud, Lugo, Machado, & Abeledo, 2014}). En las últimas décadas la aplicación de técnicas moleculares como la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) ha permitido mejorar el diagnóstico de leptospirosis.

El tratamiento debe iniciarse a la menor sospecha, debido a que, de no ser así, suele fracasar por la gravedad de la enfermedad debido a las lesiones renales que presentan el animal o la presencia de infección intrauterina. Esta terapéutica sintomática y la administración de antibióticos permitirá mantener al animal en el mejor estado posible y eliminar al agente infeccioso (^{Luna, Moles, & Gavaldón 2008}).

Algunos antibióticos recomendados son penicilina G procaínica, dihidroestreptomicina tetraciclinas (5-10 mg/kg I.V. cada 12 horas) y doxiciclina durante dos semanas como terapia alternativa, cuando los animales toleran la medicación oral (^{Luna et al., 2008}).

Los perros deben ser vacunados a las 9, 12 y 15 semanas de edad y por lo menos se requiere 3 dosis para la inmunización primaria; la revacunación anual se recomienda cada 6-8 meses.

Leptospirosis en bovinos

Los primeros estudios de esta enfermedad en bovinos fueron realizados por Mikhin y Azinov en Rusia en 1935; en Australia, en 1943 por Johnson, y en Estados Unidos, en 1944 por Jungherr; posteriormente se fueron identificando casos en prácticamente todo el mundo, donde las serovariedades más comúnmente registradas han sido Grippotyphosa, Pomona, Icterohaemorrhagiae, Hebdomadis, Sejroe y Hardjo (^{Carmona-Gasca et al., 2011}).

En cuanto a la seroprevalencia de Leptospira spp., se ha reportado desde el 15% hasta el 70% en bovinos, en Colombia se ha encontrado un 54,2% (Pulido, Díaz & Giraldo 2017); en Ecuador 52,2% (^{Burgos Macías et al., 2019}); Brasil 45,42% (Pinheiro & Vasconcellos, 2009.) y Perú 15% (^{Llanco, Suárez, Huanca, & Rivera, 2017}). En particular, en países como India y Polonia, la leptospirosis bovina es altamente prevalente, es decir, hasta el 87% y el 89.9% respectivamente (^{Islam Aqib et al., 2019}).

En los animales de producción, la leptospirosis está asociada a abortos, nacimiento de animales debilitados y mortalidad. En los bovinos, específicamente, las pérdidas económicas causadas por la leptospirosis están directa o indirectamente ligadas a las fallas reproductivas como infertilidad y aborto, así como a la caída de la producción de carne y leche (^{Oliveira et al., 2010}), sin embargo, se han descrito casos de bovinos asintomáticos infectados (^{Soares et al, 2020}).

El serovar de Leptospira spp., más encontrado en bovinos es el Hardjo, del cual los estos animales son hospederos primarios de mantenimiento (^{Oliveira et al., 2010}), al respecto del serovar Hardjo se han reconocido dos subtipos clasificados en dos especies distintas: el subtipo Hardjo bovis de L. borgpetersenii tiene importancia en Europa, América del Norte y Oceanía y el subtipo Hardjo prajitno de L. interrogans se encontró principalmente en el continente americano (^{Carmona-Gasca et al., 2011}).

El microorganismo patógeno coloniza los túbulos renales, la bacteria es excretada a través de la orina en el medio ambiente donde sobreviven en condiciones de humedad adecuadas. La transmisión de la enfermedad es a través del contacto con ambientes contaminados o contacto directo con la orina infectada (^{Nally et al., 2018}).

La infección suele ser subclínica cuando es causada por serovariedades adaptadas al bovino. Se pueden manifestar signos como fiebre, hematuria, hemoglobinuria, ictericia y muerte en los animales jóvenes; mientras que en hembras gestantes se pueden presentar abortos en cualquier estadio de la gestación, mortinatos, nacimiento de animales débiles, decremento en la producción láctea, así como infertilidad (^{Carmona-Gasca et al., 2011}).

En vacas lecheras, puede presentarse infección de glándula mamaria y un cuadro clínico con mastitis atípica, con sensibilidad, la ubre flácida y leche manchada por coágulos de sangre, disminución de la secreción láctea en un 80% más del volumen, regresando la producción normal en 10 a 15 días (Pinheiro & Vasconcellos 2009).

La prueba de MAT es ampliamente usada para el diagnóstico sin embargo se puede realizar el aislamiento de la Leptospira en cultivo (^{Nally et al., 2018}), pues los aislamientos son esenciales para fines de investigación como para comprender los mecanismos patogénicos de infección, para tipificación epidemiológica, y actualizar las estrategias de vacunas para prevenir la infección y transmisión de leptospirosis.

Como tratamiento se utiliza tetraciclina y Amoxiclina, y opcional se emplea dihidroestreptomicina en el ganado infectado con el serovar Hardjo. La vacunación y revacunación anual con serotipos homólogos protege a los animales de los síntomas clínicos graves y ante todo del aborto (^{Islam Aqib et al., 2019}). Se ha evaluado la integración de la terapia con estreptomicina y se enfatiza en la vacunación para el control y diseminación de la infección en el ambiente donde permanecen estos animales (^{Martins & Lilenbaum 2017}).

Leptospirosis en gatos

La evidencia serológica de la infección en gatos varia del 4 al 33% y según la ubicación geográfica con una prevalencia hasta del 68%, vinculada a la ingestión de presas infectadas como roedores. (^{Ahmed, Cuenca, & Pastor 2020}). En sitios como Chile se ha reportado 15% de gatos que excretaban la bacteria por orina (^{Dorsch et al., 2020}) y seroprevalencias en república Checa del 10% (^{Agudelo, C. F. 2020}). En los gatos que permanecen al aire libre se ha encontrado porcentajes mayores en relación a los que están dentro de las casas obteniéndose datos del 17.2% para el primer caso y del 3,9 % para el segundo (^{Lehtla, Must, Lassen 2020}). En México la seroprevalencia es 17.7 %> siendo de relevancia resaltar que ninguno de los gatos positivos tenía síntomas, implicando a los gatos como reservorio potencial (^{Ortega, Gutiérrez, Cauich 2020}). En Colombia se realizó un estudio no concluyente donde tanto gatos como humanos evaluados dieron negativos para la infección por Leptospira (^{Molina, Agudelo, & Loaiza, 2020}). El curso de la infección en gatos suele ser inaparente o subclínica, en algunos casos se ha informado fiebre, dolor abdominal anorexia y en casos más graves meningitis trastorno pulmonar y nefritis, existe limitada información respecto al tratamiento (^{Azócar, Smits, & Monti 2014}).

Leptospirosis en porcinos

En los grandes criaderos la posibilidad de infección cruzada es muy importante debido a la alta densidad de población. El movimiento de los animales de un corral a otro y el contacto con desechos de otros corrales son los medios más importantes de diseminación de la enfermedad en estos establecimientos (^{Petrakovsky, Tinao, & Esteves, 2013}). Las vías de eliminación implicadas con la diseminación de la leptospirosis porcina incluyen orina, semen, productos del aborto y secreciones vaginales (^{Figueredo, Alves, Silva, Oliveira, & Azevedo, 2013}).Se pueden observar altos índices de mortalidad en cerdos muy jóvenes o débiles (^{Spickler, 2005}).

La seroprevalencia de Leptospira spp., en cerdos varía sustancialmente entre países. Los estudios epidemiológicos sobre la infección por Leptospira spp., en cerdos son importantes para obtener información útil para una planificación óptima de las medidas preventivas contra esta infección (^{Cruz-Romero et al., 2018}).

En los porcinos se ha encontrado hasta el 55% de seroprevalencia de la bacteria, en Perú han reportado un 86%(^{Anampa V., Rivera G., Falcón P., Arainga R., & Ramírez V., 2015}); México 61% (^{Cruz-Romero et al., 2018}); Colombia 56% (^{Calderón, Rodríguez, Máttar, & Arrieta, 2014}), en estudios realizados en Argentina y Estados Unidos han demostrado una prevalencia del 30% (^{Petrakovsky et al., 2013}) y 13% (^{Pedersen et al., 2015}) respectivamente, además en Brasil se reportó una prevalencia de 4.67% en cerdos de engorde (Petri et al., 2020).

Los porcinos generalmente se consideran reservorio para los serovares Pomona, Bratislava y Tarrasovi (^{Cruz-Romero et al., 2018}); sin embargo, estos animales se puede infectar con cualquier serovar de las especies patógenas de Leptospira spp., no solo con los serovares mantenidos por esta (^{Ospina-Pinto et al., 2017}).

En estos animales, la infección la mayoría de veces es subclínica, en donde se evidencia niveles serológicos altos pero no signos clínicos o éstos son inaparentes debido a que la infección es endémica en las granjas porcinas, y se encuentra en hembras no lactantes, y en animales en etapa de crecimiento, en donde el animal es expuesto a la bacteria y manifiesta un nivel de anticuerpos contra ésta, pero ningún signo de enfermedad (^{Ospina-Pinto et al., 2017}).

En cerdos, la clínica se evidencia con repetición del celo, abortos en el tercio final de la gestación, momificación fetal, infertilidad, nacimiento de lechones débiles, y reducción del tamaño de la camada (^{Anampa V. et al., 2015}). Las bacterias persisten en los riñones y en el tracto genital de estos animales, se excretan en la orina y en los fluidos genitales (^{Strutzberg-Minder, Tschentscher, Beyerbach, Homuth, & Kreienbrock, 2018}).

El diagnóstico como se ha mencionado se realiza por la técnica de MAT, los requisitos mínimos de la prueba es que debe contener cepas representativas de todos los serogrupos que se sabe que existen en la región en particular, así como aquellos que se sabe que se mantienen en otros lugares por la especie huésped (^{Strutzberg-Minder et al., 2018}).

Para el tratamiento de cerdas a 15 días del parto se aplica Oxitetraciclina inyectable, en cuanto a los lechones se inyecta Amoxicilina y para gestantes y lactantes con Oxitetraciclina (^{Spickler, 2005}).

Leptospirosis en equinos

En diversos países la investigación sobre Leptospirosis equina se ha orientado a conocer los serovares más prevalentes, ya sea por región o por país, con resultados muy diversos que reflejan las diferentes condiciones epidemiológicas (^{Rey Riaño, Pineda Rojas, Orjuela, Parra Arango, & Patiño Burbano, 2015}).

En equinos se han reportado hasta un 75% de prevalencia en Brasil (^{Finger et al., 2014}); en de Chile 65% (^{Troncoso Toro et al., 2013}) y Colombia de 32% (^{Rodríguez et al., 2017}).

Se conoce que el serovar Pomona tipo kennewicki es responsable de la enfermedad en caballos especialmente de los norteamericanos. La leptospirosis se asocia comúnmente a daños en la placenta, en el feto, los riñones y los ojos en los equinos (^{Divers, Chang, Irby, Smith, & Carter, 2019}).

El serovar más encontrado es Pomona, pero también se encuentran involucradas Bratislava, Grippotyphosa y Hardjo principalmente en regiones enzoóticas (^{Rodríguez et al., 2017}).

En los caballos se ha demostrado leptospiremia de dos a seis días después de la infección y leptospiruria cuatro semanas después de la infección, lo que indica que estos animales logran diseminar la enfermedad por medio de la orina (^{Finger et al., 2014}); teniendo en cuenta que las vías de transmisión del microorganismo pueden ser por contacto directo (heridas, lesiones, conjuntiva) o indirecto (agua y/o suelo contaminado).

La leptospirosis en estos animales se puede presentar con una sintomatología variable, desde cuadros de infección asintomática hasta cuadros más graves; en el caso de este último pueden desarrollar alteraciones oculares, como: uveítis, congestión ocular, trastornos reproductivos, como: nacimiento de animales débiles y prematuros, finalmente también logran presentar problemas renales (^{Dos Santos et al., 2012}).

Como regla general, la leptospirosis ictérica clásica se presenta principalmente en potros y en ocasiones en caballos adultos, se considera que la leptospirosis en equinos adultos es subclínica. Estudios recientes sugieren que se debe considerar la dificultad respiratoria aguda en estos animales (^{Verma & Stevenson, 2013}).

El diagnóstico de leptospirosis en caballos no difiere de las otras especies. El patrón oro sigue siendo el cultivo y la identificación del aislado de Leptospira spp(MAT) ; sin embargo, la PCR ofrece una alternativa más conveniente en muchos casos (^{Verma & Stevenson, 2013}). En cuanto al tratamiento para los equinos es se estreptomicina (10 mg / kg) y / o penicilina (10,000-15,000 UI / kg) son los antibióticos más comúnmente de elección (^{Verma & Stevenson, 2013}).

Leptospirosis en roedores

Los roedores son conocidos como las especies de mamíferos más importantes que mantienen y diseminan Leptospiras en todo el mundo. Se sabe especialmente que la rata noruega (o parda) Rattus norvegicus es un reservorio de Leptospira interrogans del serogrupo Icterohaemorrhagiae, mientras que el ratón doméstico (Mus musculus) es un reservorio para Leptospira borgpetersenii del serogrupo Ballum (^{Perez, Brescia, Becam, Mauron, & Goarant, 2011}).

Los roedores de los géneros Rattus, Mus y Apodermus son fuente principal de infección natural ya que estos animales contaminan el ambiente, los alimentos y el agua través de su orina, poniendo en riesgo la salud humana y animal, especialmente en regiones donde el consumo de agua no potable es frecuente (^{Ospina-Pinto et al., 2017}).

Son huéspedes de mantenimiento principalmente de los serovares Icterohaemorrhagiae, sin embargo, se ha reportado que los serovares Grippotyphosa y Pomona también están presentes en los túbulos renales de los roedores silvestres (^{Ospina-Pinto et al., 2017}).

Los roedores tienen una relación comensal con Leptospira spp., por lo cual el microorganismo se mantiene viable, se multiplica y se elimina durante toda la vida de estos animales (^{Perez et al., 2011}). Pueden transferir la bacteria a sus crías en el periodo neonatal o a través de la placenta, también por la transmisión directa, ya sea por contacto sexual, contacto directo con la orina o por algún otro mecanismo directo, como las mordeduras e infección por exposición a fuentes ambientales contaminadas con bacterias (^{Minter et al., 2017}).

Los roedores generalmente adquieren leptospirosis a temprana edad y la mantienen como una infección crónica en los túbulos renales, excretando bacterias en su orina a lo largo de su vida útil hasta en el 10% de los casos, esto debido a que el pH de la orina de estos animales es alcalino, por lo tanto es ambiente apropiado para el crecimiento de la bacteria (^{Cosson et al., 2014}).

El género Rattus son el principal reservorio asintomático de Leptospira spp., debido a que en éstos no se encuentran cambios histopatológicamente significativos, y además la fase de leptospiremia conduce a una rápida difusión y acumulación del microorganismo en los túbulos renales, y a la eliminación de las leptospiras de los demás tejidos diferentes al riñón, aproximadamente nueve días después de la infección (^{Ospina-Pinto et al., 2017}).